Embriologia, Gravidanza, PMA

Impianto endometriale dell’embrione in cicli PMA: fisiopatologia

Nella terapia della sterilità, molti fattori negativi (impervietà tubarica in primis, ostilità cervicale, quindi disovulazione e dispermia)  sono stati superati con le tecniche IVF-ET ed ICSI che permettono di by-passare i problemi tubarici e cervicale e ottenere embrioni di buona qualità nel 95% dei casi ma con tassi di gravidanza del 12-25% per ciclo di trattamento (1-3).  La bassa percentuale di gravidanza è dovuto al fallimento dell’impianto che attualmente è il principale problema su cui discutere. Nella gestione delle tecniche PMA, per aumentare l’outcome gravidico si è puntato sul miglioramento della qualità embrionale,  recettività endometriale e sincronizzazione fra transfer embrionale e maturità endometriale adeguata (endometrio “in fase”) senza trascurare ovviamente patologie sistemiche e locali (1-4). 

Qualità embrionale:  molti progressi sono stati ottenuti per ottimizzare la qualità embrionale con tecniche ormai di routine in tutti i centri PMA. Anche se non esiste una regola fissa e uguale per tutte le pazienti, è opinione diffusa che il transfer al 5-6° giorno, allo stadio di blastula, sembra aumentare l’outcome gravidico per diversi motivi: gli embrioni con patologie genetiche non si sviluppano fino al 5° giorno e quindi si assiste ad una selezione embrionale automatica che può essere ulteriormente raffinata mediante PGD (Preimplantation Genetic Diagnosis); al 5-6° giorno l’endometrio è altamente ricettivo, sicuramente più che al 3° giorno,  ed infine  la possibilità di migliorare l’attecchimento mediante hatching della zona pellucida che non può essere effettuata su embrioni a 4 cellule  (5-9). Ovviamente la scelta di effettuare il transfer al 5-6° giorno dipende anche dalla storia clinica della paziente e soprattutto dal numero di embrioni ottenuti.

Recettività endometriale: la bassa percentuale  gravidanze in evoluzione (25%) rispetto al numero di embrioni ottenuti è da addebitare a numerosi fattori come la presenza di idro- e sacto-salpinge, infezioni pelviche, PID, obesità, diabete mellito, cardiopatie, fattori immunologici e fattori psico-somatici, ma è la recettività endometriale tout-court il principale fattore limitante il successo delle tecniche PMA, il cul de sac in cui vanno ad restringersi le probabilità di successo delle tecniche ART (10-14).  

L’endometrio esprime una finestra di recettività fra il 15° e il 19° giorno di un ciclo spontaneo e dal 4° al 9° giorno dopo il picco LH o somministrazione di HCG dei cicli stimolati.   Moderne tecniche hanno permesso di individuare esattamente la finestra di  recettività in cicli non stimolati  in modo da ottimizzare il transfer embrionale in caso di ovodonazione e nei casi di embryo-transfer differiti (15-17). La finestra di impianto è correlata a modificazioni morfologiche endometriali, modificazioni ormonali e biochimiche, modificazioni recettoriali, secrezioni di citochine e prostaglandine in un insieme armonico e strettamente collegato (18-29).

Modificazioni morfologiche (decidualizzazione): 

  • L’epitelio superficiale si ripiega e le cellule si distendono e mostrano un citoplasma più chiaro, alcune cellule sviluppano nuclei grossi ed ipercromici-poliploidi.
  • Le ghiandole endometriali subiscono un fenomeno di Iperplasia morfologica e funzionale.
  • Le cellule stromali si decidualizzano passando da una conformazione affusolata o a  stella ad una forma globosa, rotondeggiante, aumento di volume, accumulo citoplasmatico di glicogeno e granuli lipidici.
  • neo-angiogenesi e congestione dei sinusoidi vascolari  
  • in caso di gravidanza iniziale, anche extra-uterina,   a carico delle cellule epiteliali secretive delle ghiandole endometriali, si osservano particolari modificazioni (fenomeno di Arias-Stella) dovute all’azione dell’HCG.
 Modificazioni biochimiche locali:
  • comparsa di integrine, MMP (Matrix Metallo-Proteinasi): Collagenasi, Gelatinasi e Stromelisine, enzimi litici di origine endometriale e fibronectina di orgine embrionale, che favoriscono l’annidamento.
  • prostaglandine intracellulari PGF2α, PGE2, PGI2 e PGD2
  • La prolattina:  è prodotta soprattutto nella fase luteale tardiva;  a basse concentrazioni risulta essere luteotrofica, mentre a dosi elevate  è luteolitica (30-33).

Citochine e fattori di crescita:  la complessità degli eventi di impianto e placentazione è resa evidente dall’elevato numero e dalla varietà delle citochine e dei fattori di crescita espressi dalle cellule stromali e ghiandolari in fase luteale e soprattutto durante la “finestra di impianto” ed implicati in questi processi. Alcuni sono fondamentali, altri non sono indispensabili. I difetti di espressione e azione di queste citochine e fattori di crescita provocano diminuzione della recettività endometriale e il fallimento o diminuzione delle percentuali di impianto. Di notevole importanza risultano i membri della famiglia gp130 come l’interleuchina-11 (IL-11) e il fattore di inibizione della leucemia (LIF), la superfamiglia del fattore di crescita di trasformazione beta (TGFbeta), incluse le attivine, i fattori stimolanti colonia (CSF), le interleuchine IL-1 e IL-15. Nuovi dati stanno emergendo anche per il ruolo di una serie di chemiochine (citochine chemioattrattive) sia nel richiamo di specifici leucociti nei siti di impianto che nella differenziazione dello stroma endometriale  (34-47).

  • LIF (Leukemia Inhibitory Factor): è una leuchina della classe IL-6 che inibisce la differenziazione cellulare. E’ stato dimostrato che la LIF, regolata dalla proteina p53, agevola l’impianto nel modello del topo e probabilmente negli esseri umani (56). La LIF umana ricombinante potrebbe contribuire a migliorare il tasso di impianto nelle donne con infertilità inspiegata (57). LIF è normalmente espressa nel trofectoderma dell’embrione in via di sviluppo mentre il suo recettore LIFR è espresso in tutta la massa cellulare interna (58,59). 
  • IL-11 (Interleuchina-11): citochina appartiene alla famiglia dell’interleuchina 6 e del LIF. La sua secrezione dalle cellule stromali avviene soprattutto nella fase luteale tardiva ed è stimolata  dal progesterone con il concorso di diversi fattori di crescita. IL-11 promuove la sintesi delle proteine implicate nei processi flogistici  e promuove la proliferazione locale di linfociti. E’ perciò direttamente interessata nella immunologia della gravidanza (60-66). Il difetto di secrezione locale di IL-11 comporta una difettosa differenziazione delle cellule stromali e conseguente deficit di impianto (67-74)
  • IL-6 (Interleuchina-6)
  • HBEGF, Heparin Binding Epidermal Growth Factor
  • Colony Stimulating Factor-1
  • IGF-I, fattore di crescita insulino-simile
  • EGF (Epidermal  Growth  Factor): è un fattore di crescita che svolge un ruolo importante nel regolare la  crescita, la proliferazione e la differenziazione cellulari, legandosi al suo recettore EGFR. Scoperta del premio Nobel Stanley Cohen nel 1986. Poiché l’iperespressione di EGF è un momento fondamentale per l’innesco e lo sviluppo di alcune neoplasie, la sua inibizione può in qualche modo interrompere la carcinogenesi (48). A questo scopo, sono state sviluppate alcune terapie basate su farmaci biotecnologici e anticorpi monoclonali; alcuni di questi ultimi sono diretti verso il recettore del fattore di crescita dell’epidermide, portando alla sua inattivazione e conseguente inibizione della proliferazione cellulare (49-52). La funzione dell’EGF nel processo di decidualizzazione sembra indirizzata all’epressione del fattore tissutale (TF) che rappresenta il fattore primario di emostasi per prevenire l’emorragia peri-impianto nella zona delle cellule stromali endometriali perivascolari (HESCs)  durante l’invasione trofoblastica endovascolare.  Per l’espressione dell’EGF contribuiscono sia l’azione del progesterone che dell’estradiolo, anche se quest’ultima non è indispensabile (52-55).
  • Estradiolo e progesterone: la maturazione endometriale è l’ultima tappa di un lungo processo che può essere riassunto in una fase di rigenerazione endometriale indotta dall’estradiolo e in unafase di maturazione endometriale o decidualizzazione indotta dal progesterone. Il progesterone viene fisologicamente prodotto prevalentemente  dal corpo luteo fino a circa  8 settimane di amenorrea gravidica quando la sua produzione è di fatto sostituita da quella del trofoblasto placentare.

Fecondazione e annidamento: Nel ciclo spontaneo, la fecondazione dell’ovocita avviene nel terzo distale tubarico. L’embrione e schematicamente può è trasportato dal movimento delle cilia epiteliali tubariche verso la cavità uterina. Durante la migrazione lo zigote moltiplica il numero dei suoi blastomeri e si trasforma in morula al 3° giorno circa. Al 7° giorno dopo la fecondazione, l’embrione giunge in cavità uterina allo stadio di blastocisti.  Se l’ovulo fecondato giungesse in utero prima della sua trasformazione in blastocisti avrebbe maggiori difficoltà ad impiantarsi anche perchè rischierebbe di trovare un endometrio non recettivo.

La blastocisti rimane sospesa nel liquido della cavità uterina per 2-3 giorni mentre  si libera della zona pellucida che avvolge l’embrione e ne impedisce l’annidamento tubarico (GEU). In questo periodo inoltre si sviluppa  la porzione del foglietto trofoblastico prossimo alla decidua che si duplica in uno strato esterno detto sinciziotrofoblasto e in uno strato interno denominato citotrofoblasto.  Questa è la fase in cui ha inizio l’annidamento vero e proprio.

L’annidamento endometriale dell’embrione è reso possibile dall’azione litica di enzimi, come la L-selectina, e la Matrix Metallo-proteinasi (MMP) detta anche matricina. Le principali classi di MMP sono le Collagenasi, le gelatinasi e le Stromelisine. Questi enzimi esercitano un’azione litica sulle cellule superficiali endometriali e, soprattutto,  su integrine e matrice extra-cellulare (ECM). Le integrine sono glicoproteine transmembrana che uniscono le che collegano le proteine della matrice extracellulare ai microfilamenti intracitoplasmatici costituendo un ponte che rende stabile il rapporto delle cellule con il tessuto extracellulare (ECM) e permette la trasmissione dei segnali intercellulari. Nell’endometrio sono presenti 22 tipi di integrine, mentre nell’embrione è presente l’integrina chiamata fibronectina.  Inoltre la porzione extra-cellulare delle integrine è provvista di 6 siti di legame (ligandi) che si agganciano ai ligandi embrionali in un’azione sinergica ed in tal modo le integrine sono in grado di mediare, “guidare” l’adesione della blastocisti all’endometrio.  Inoltre le MMP stimolano l’angiogenesi: favorendo la migrazione delle cellule endoteliali e la formazione della struttura dei capillari grazie al rilascio di fattori di crescita angiogenici dalla matrice extracellulare. Inoltre sono provviste di azione opposta inibente la neoangiogenesi mediante fattori inibitori in un complesso gioco di equilibrio fondamentale nello sviluppo placentare come nello sviluppo dei processi neoplastici che includono molteplici pathways (22-33).

Il sinciziotrofoblasto prolifera e penetra nella parete uterina (per circa 1/3 della parete uterina), abitualmente a livello del fondo dell’utero (zona in cui il miometrio è meno tonico), più raramente sulla parete posteriore o anteriore, Al 14º giorno dopo la fecondazione dell’ovocita, la blastocisti è totalmente incorporata nello stroma dell’endometrio. In questa fase l’endometrio, sotto lo stimolo del progesterone, è in trasformazione deciduale: diventa iperplastico e le ghiandole aumentano di numero e di volume e secernono un liquido ricco di glicogeno e lipidi che forniranno nutrimento all’eventuale impianto della blastocisti (34-39).

A processo compiuto (25° giorno del ciclo, poco dopo l’eventuale annidamento dell’embrione) l’endometrio si presenterà con uno strato superficiale (la decidua), situata immediatamente al di sotto dell’epitelio di rivestimento dell’endometrio, ed uno strato profondo (stroma) di consistenza spongiosa dovuta alle numerose ghiandole ripiene di liquido secretivo (40-42).

Endocrinologia della maturazione endometriale: la rigenerazione endometriale è indotta dall’estradiolo  secreto dalle cellule della granulosa su induzione del FSH mentre la maturazione endometriale, la trasformazione deciduale,  è governata dal progesterone secreto dal corpo luteo sotto stimolo dell’LH (43-44). 

A differenza di questa visione convenzionale, recenti studi hanno suggerito che, oltre ai suoi effetti indiretti mediati dalla secrezione steroidea ovarica, l’LH può agire anche  con azione diretta sull’endometrio sia nella fase follicolare che nella fase luteale (45-49).

 

 La risposta delle cellule-bersaglio alle gonadotropine é facilitata dalle prostaglandine intracellulari PGF2α, PGE2, PGI2 e PGD2, dal fattore insulino-simile IGF-I, EGF e dal calcio. La prolattina a basse concentrazioni risulta essere luteotrofica, mentre a dosi elevate  è luteolitica (50).

Azione dell’FSH: l’FSH agisce sui recettori specifici situati sulle cellule della granulosa inducendo fondamentalmente la proliferazione cellulare,  la moltiplicazione degli stessi recettori per FSH, la stimolazione dell’aromatasi che  trasforma il testosterone in estradiolo e l’espressione dei recettori per LH.
Azione dell’LH:  l’LH agisce sui recettori specifici posti sulla superficie delle cellule tecali interne favorendone la secrezione di testosterone e androstenedione. Inoltre l’LH controlla l’ovulazione di cui è “trigger”, permette la formazione del corpo luteo e la secrezione di progesterone ed estradiolo da parte delle cellule della granulosa luteinizzate. I recettori per l’LH sono presenti anche sulle cellule della granulosa in fase tarda follicolare; dal numero dei recettori per LH sulle cellule della granulosa dipende l’attività del corpo luteo.
Se l’LH, in fase follicolare precoce, raggiunge livelli sierici elevati, per somministrazione esogena o per surge endogeno, si producono danni sulla maturazione follicolare: “LH Ceiling“. Probabilmente ciò è dovuto ad un’iperproduzione androgenica e androgenizzazione ovarica conseguente agli aumentati livelli sierici di LH. E’ la stessa situazione che spesso si ritrova nelle pazienti PCOS. Si assiste a riduzione dell’attività dell’aromatasi, con ulteriore aumento di androgeni non più convertiti in estrogeni, deficit della biosintesi estrogenica, arresto della maturazione follicolare ed un’alterazione dei meccanismi di selezione del follicolo dominante.
L’LH endogeno è in grado, in presenza di FSH, di elicitare una biosintesi androgenica massimale, anche se legato soltanto ad una quantità inferiore all’ 1% dei propri recettori espressi dalle cellule della teca (spare receptor hypothesis). Le concentrazioni endogene di LH in corso di ciclo spontaneo e finanche i livelli circolanti di ormoni residui alla soppressione dell’asse ipotalamo-ipofisi-ovaio con analoghi del Gn-RH sembrerebbero essere sufficienti, nella maggior parte dei casi, ad occupare tale quota recettoriale e, quindi, a sostenere l’attività dell’FSH esogeno. Ciononostante, in una quota di pazienti oscillanti tra il 10 e il 30% , la COH (Iperstimolazione ovarica controllata) non esita in una risposta ovarica soddisfacente. È possibile ipotizzare che in queste pazienti  ci sia un grado eccessivo di soppressione dell’asse ipotalamo-ipofisario a causa dell’uso di analoghi o antagonisti del Gn-RH e, quindi, ad una insufficiente attività LH residua (2). Tali pazienti potrebbero beneficiare dell’uso di preparazioni farmacologiche (Luveris fl 75 UI) contenenti LH (51-53), la cui somministrazione, LH-added,  dovrebbe essere calibrata al fine di non produrre concentrazioni circolanti eccessivamente alte e potenzialmente dannose (5). E’ stato recentemente suggerito che la necessità di somministrare LH esogeno coincida con il riscontro di concentrazioni sieriche circolanti di  LH <1.2 UI/l. Ma anche questo dato è soggetto a numerose revisioni critiche sulla reale efficacia ed opportunità dell’LH-added anche nelle pazienti con bassi livelli di LH circolante (52-55).
INDAGINI STRUMENTALI DELLA RECETTIVITA’ ENDOMETRIA
  1. Valutazione ecografica thikness endometriale e IUS:  Uno spessore endometriale <5 mm si osserva di solito nella prima parte della fase follicolare fino a raggiungere i 10-14 mm circa a metà di questa per mantenersi su valori di 12-13 mm fino al 28° giorno di un ciclo spontaneo. La forma dello spessore endometriale (IUS, Intra Uterine Signal) varia anch’esso durante il ciclo variando da un’immagine lineare in fase follicolare precoce a una trilineare in epoca pre-ovulatoria a un’immagine ovoidale e compatta come un occhio di bue (eye’s bull) in fase luteale. Un thikness <6 mm non è compatibile con l’instaurarsi di una gravidanza.
  2. Profilo LH: si è ritrovato  che la presenza di numerosi  picchi di LH sono associati in modo statisticamente significativo con la presenza di piccoli follicoli in crescita e non aspirati. Tali picchi si presentano di ampiezza minore  rispetto al normale surge di LH dei cicli spontanei e sono associati a rialzi dell’estradiolo pre-ovulatorio anch’essi inferiori e corpi lutei di dimensioni ridotte. In questi casi l’esame istologico dell’endometrio rivela una netta asincronia di maturazione fra mucosa e stroma dell’endometrio con ridotto outcome gravidico. Quindi i protocolli di stimolazione ovarica nei cicli di fecondazione in vitro dovrebbero essere programmati in modo da ottenere un singolo, unico, elevato picco di LH  e l’eliminazione di ulteriori picchi di LH.
  3. Datazione istologica secondo i criteri di Noyes: risale a molti anni fa (1975) ed è ancora oggi la più utilizzata. Le mutazioni morfologiche presenti nella prima settimana dopo l’ovulazione si manifestano inizialmente nella componente ghiandolare (mitosi, vacuolizzazione basale e secrezione) successivamente nelle variazioni stromali (edema, reazione predeciduale e infiltrazione leucocitaria).  Si definisce “in fase” quando i dati istologici corrispondono alla fase del ciclo con una variazione non superiore a 2 giorni.
  4. ERA test: la valutazione di Noyes, sebbene utile per differenziare l’endometrio proliferativo da quello secretivo, non permette di individuare con certezza quei cambiamenti dell’endometrio che coincidono con l’acquisizione della recettività alla blastocisti. Con lo sviluppo della tecnologia “microarray” è stato possibile valutare l’espressione genica dell’endometrio umano nelle varie fasi, compresa quella di recettività. Il test di recettività endometriale, ERA Test, è un metodo sviluppato da IVIOMICS dopo decenni di ricerca e permette di trasferire gli embrioni nel periodo di massima recettività endometriale. Questa tecnica consente di valutare lo stato di recettività dell’endometrio mediante una biopsia endometriale effettuata dopo 7 giorni dal picco di LH in cicli precedenti all’embryo transfer  sia su ciclo spontaneo che dopo preparazione artificiale dell’endometrio con estrogeni e progestinici. La finestra d’impianto non cambia tra un ciclo e l’altro per un periodo relativamente lungo della vita riproduttiva.  Sul materiale prelevato si analizza l’espressione di 238 geni coinvolti nella recettività dell’endometrio. Se l’endometrio è recettivo significa che la finestra d’impianto corrisponde al periodo in cui è stata effettuata la biopsia. Se non è recettivo è possibile che la finestra d’impianto sia spostata in avanti, quindi il prelievo va ripetuto in un ciclo successivo circa due giorni più tardi rispetto alla precedente biopsia. Non è attendibile per la valutazione della finestra d’impianto in cicli stimolati, per l’interferenza dovuta all’assunzione di ormoni.

.

PRESIDI TERAPEUTICI: 

  • Blastocisti: permette di poter sincronizzare in modo ottimale la maturazione endometriale e lo sviluppo embrionale
  • Embryo-transfer ecoguidato
  • Assisted zona hatching
  • Biopsia pre-embrionale (Preimplantation Genetic Diagnosis, PGD): consente di utilizzare solo embrioni senza alterazioni genetiche e perciò dotati di maggiore vitalità.
  • Immunoglobuline aspecifiche endovena: per contrastare le infezioni endometriali sub-cliniche.
  • “Local injury: la revisione cavitaria strumentale e la biopsia endometriale effettuata nel ciclo precedente alla stimolazione ovarica per IVF sembra migliorare le percentuali di impianto nelle donne con fallimento  dell’impianto ripetuto ed inspiegato.

References:           

  1. Margalioth, E., Ben-Chetrit, A., Gal, M., Eldar-Geva, T. Investigation and treatment of repeated implantation failure following IVF-ET. Hum Reprod. 2006;21:3036–3043.
  2. Simon, A., Laufer, N. Repeated implantation failure: clinical approach. Fertil Steril. 2012;97:1039–1043.
  3. Boivin, J., Bunting, L., Collins, J.A., Nygren, K.G. International estimates of infertility prevalence and treatment-seeking: potential need and demand for infertility medical care. Hum Reprod. 2007;22:1506–1512.
  4. Moura-Ramos, M., Gameiro, S., Canavarro, M.C., Soares, I. Assessing infertility stress: re-examining the factor structure of the Fertility Problem Inventory. Hum Reprod. 2012;27:496–505.
  5. .Shapiro, B.S., Daneshmand, S.T., Garner, F.C., Aguirre, M., Ross, R. Contrasting patterns in in vitro fertilization pregnancy rates among fresh autologous, fresh oocyte donor, and cryopreserved cycles with the use of day 5 or day 6 blastocysts may reflect differences in embryo-endometrium synchrony. Fertil Steril. 2008;89:20–26.
  6. Franasiak, J., Forman, E., Hong, K., Werner, M., Upham, K., Scott, R. Investigating the impact of the timing of blastulation on implantation: active management of embryo-endometrial synchrony increases implantation rates. Fertil Steril. 2013;100:S97.
  7. Forman, E., Franasiak, J., Hong, K., Scott, R. Late expanding euploid embryos that are cryopreserved (CRYO) with subsequent synchronous transfer have high sustained implantation rates (SIR) similar to fresh normally blastulating euploid embryos. Fertil Steril. 2013;100:S99.
  8. Barrenetxea, G., de Larruzea, A.L., Ganzabal, T., Jiménez, R., Carbonero, K., Mandiola, M. Blastocyst culture after repeated failure of cleavage-stage embryo transfers: a comparison of day 5 and day 6 transfers. Fertil Steril. 2005;83:49–53.
  9. Ruiz-Alonso, M., Galindo, N., Pellicer, A., Simon, C. What a difference two days make: “personalized” embryo transfer (pET) paradigm: a case report and pilot study. Hum Reprod. 2014;29:1244–1247.
  10. T., Klentzeris, L., Barratt, C., Warren, M., Cooke, S., Cooke, I. A study of endometrial morphology in women who failed to conceive in a donor insemination programme. Br J Obstet Gynaecol.  1993;100:935–938.
  11. Navot, D., Scott, R.T., Droesch, K., Veeck, L.L., Liu, H.-C., Rosenwaks, Z. The window of embryo transfer and the efficiency of human conception in vitro. Fertil Steril. 1991;55:114–118.
  12. Wilcox, A.J., Baird, D.D., Weinberg, C.R. Time of implantation of the conceptus and loss of pregnancy. N Engl J Med. 1999;340:1796–1799.
  13. Tapia, A., Gangi, L.M., Zegers-Hochschild, F., Balmaceda, J., Pommer, R., Trejo, L. et al, Differences in  the endometrial transcript profile during the receptive period between women who were refractory to implantation and those who achieved pregnancy. Hum Reprod. 2008;23:340–351.
  14. Ruiz-Alonso, M., Blesa, D., Díaz-Gimeno, P., Gómez, E., Fernández-Sánchez, M., Carranza, F. et al, The endometrial receptivity array for diagnosis and personalized embryo transfer as a treatment for patients with repeated implantation failure. Fertil Steril. 2013;100:818–824.
  15. Klein J, Sauer MV 2002 Oocyte donation. Best Practice and Research in Clinical Obstetrics and Gynaecology 16, 277–291.
  16. Devroey P, Pados G 1998 Preparation of endometrium for egg donation. Human Reproduction Update 4, 856–861.
  17. Cecilia T. ValdesCarlos SimonCarlos SimonAmy Schutt: Implantation failure of endometrial origin: it is not pathology, but our failure to synchronize the developing embryo with a receptive endometrium. Fertil Steril 2017;108, 1:1518
  18. Diaz-Gimeno P, Ruiz-Alonso M, Blesa D, Bosch N, Martinez-Conejero JA, Alama P, et al. The accuracy and reproducibility of the endometrial receptivity array is superior to histology as a diagnostic method for endometrial receptivity. Fertil Steril. 2013;99:508–517.
  19. Dunn CL, Kelly RW, Critchley HO. Deciduali-zation of the human endometrial stromal cell: an enigmatic transformation. Reprod Biomed Online. 2003;7(2):151–61.
  20. Critchley HO, Jones RL, Lea RG, Drudy TA, Kelly RW, Williams AR, Baird DT. Role of inflammatory mediators in human endometrium during progesterone withdrawal and early pregnancy. J Clin Endocrinol Metab 1999a;84:240–248.
  21. Antinidatory effect of luteal phase administration of mifepristone (RU486) is associated with changes in endometrial prostaglandins during the implantation window. Nayak NR, Sengupta J, Ghosh D.Contraception. 1998 Aug; 58(2):111-7.
  22. Achache H, Tsafrir A, Prus D, Reich R, Revel A. Defective endometrial prostaglandin synthesis identified in patients with repeated implantation failure undergoing in vitro fertilization. Fertil Steril. 2010;94(4):1271–8.
  23. Kennedy TG, Gillio-Meina C, Phang SH. Prostaglandins and the initiation of blastocyst implantation and decidualization. Reproduction. 2007;134(5):635–43.  
  24. Richards RG, Brar AK, Frank GR, Hartman SM, Jikihara H. Fibroblast cells from term human decidua closely resemble endometrial stromal cells: induction of prolactin and insulin-like growth factor binding protein-1 expression. Biol Reprod. 1995;52(3):609–15. 
  25. Sugino N, Kashida S, Karube-Harada A, Takiguchi S, Kato H. Expression of vascular endothelial growth factor (VEGF) and its receptors in human endometrium throughout the menstrual cycle and in early pregnancy. Reproduction. 2002;123(3):379–87.
  26. Simón, C., Martın, J.C., Pellicer, A. Paracrine regulators of implantation. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 2000;14:815–826.
  27. Tuckerman E, Mariee N, Prakash A, Li TC, Laird S. Uterine natural killer cells in peri-implantation endometrium from women with repeated implant-ation failure after IVF. J Reprod Immunol. 2010;87(1-2):60–66.
  28. Sugino N, Kashida S, Karube-Harada A, Takiguchi S, Kato H. Expression of vascular endothelial growth factor (VEGF) and its receptors in human endometrium throughout the menstrual cycle and in early pregnancy. Reproduction. 2002;123(3):379–87. 
  29. Abberton KM, Taylor NH, Healy DL, Rogers PA. Vascular smooth muscle cell proliferation in arterioles of the human endometrium. Hum Reprod 1999b;14:1072–1079. [PubMed]
  30. Telgmann RGellersen B.  Marker genes of decidualization: activation of the decidual prolactin gene.Hum Reprod Update. 1998 Sep-Oct;4(5):472-9.
  31. Analysis on the promoter region of human decidual prolactin gene in the progesterone-induced decidualization and cAMP-induced decidualization of human endometrial stromal cells. Wang DF, Minoura H, Sugiyama T, Tanaka K, Kawato H, Toyoda N, Sagawa N.Mol Cell Biochem. 2007 Jun; 300(1-2):239-47. Epub 2006 Dec 23.
  32. Marker genes of decidualization: activation of the decidual prolactin gene. Telgmann R, Gellersen B.Hum Reprod Update. 1998 Sep-Oct; 4(5):472-9.
  33. Brosens JJ, Hayashi N, White JO. Progesterone receptor regulates decidual prolactin expression in differentiating human endometrial stromal cells. Endocrinology 1999;140:4809–4820. 
  34. Fan X, Krieg S, Kuo CJ, Wiegand SJ, Rabinovitch M, Druzin ML, Brenner RM, Giudice LC, Nayak NR. VEGF blockade inhibits angiogenesis and reepithelialization of endometrium. FASEB J2008;22:3571–3580.
  35. Gordon S, Martinez FO. Alternative activation of macrophages: mechanism and funcGuo Y, He B, Xu X, Wang J. Comprehensive analysis of leukocytes, vascularization and matrix metalloproteinases in human menstrual xenograft model. PLoS One 2011;6:e16840. tions. Immunity 2010;32:593–604.
  36. Hannan NJ, Salamonsen LA. Role of chemokines in the endometrium and in embryo implantation. Curr Opin Obstet Gynecol 2007;19:266–272.
  37. Henderson TA, Saunders PT, Moffett-King A, Groome NP, Critchley HO. Steroid receptor expression in uterine natural killer cells. J Clin Endocrinol Metab 2003;88:440–449. 
  38. Kelly RW, King AE, Critchley HO. Cytokine control in human endometrium. Reproduction2001;121:3–19.
  39. Koopman LA, Kopcow HD, Rybalov B, Boyson JE, Orange JS, Schatz F, Masch R, Lockwood CJ, Schachter AD, Park PJ et al. Human decidual natural killer cells are a unique NK cell subset with immunomodulatory potential. J Exp Med 2003;198:1201–1212. 
  40. Malik S, Day K, Perrault I, Charnock-Jones DS, Smith SK. Reduced levels of VEGF-A and MMP-2 and MMP-9 activity and increased TNF-alpha in menstrual endometrium and effluent in women with menorrhagia. Hum Reprod 2006;21:2158–2166. 
  41. Maybin JA, Hirani N, Brown P, Jabbour HN, Critchley HO. The regulation of vascular endothelial growth factor by hypoxia and prostaglandin F2{alpha} during human endometrial repair. J Clin Endocrinol Metab 2011b;96:2475–2483.
  42. Mints M, Hultenby K, Zetterberg E, Blomgren B, Falconer C, Rogers R, Palmblad J. Wall discontinuities and increased expression of vascular endothelial growth factor-A and vascular endothelial growth factor receptors 1 and 2 in endometrial blood vessels of women with menorrhagia. Fertil Steril 2007;88:691–697. 
  43. Moffett-King A. Natural killer cells and pregnancy. Nat Rev Immunol 2002;2:656–663. 
  44. Sharkey AM, Day K, McPherson A, Malik S, Licence D, Smith SK, Charnock-Jones DS. Vascular endothelial growth factor expression in human endometrium is regulated by hypoxia. J Clin Endocrinol Metab 2000;85:402–409.
  45. Dimitriadis E, White CA, Jones RL, Salamonsen LA. Cytokines, chemokines and growth factors in endometrium related to implantation. Hum Reprod Update. 2005;11:613–630. 
  46. Cytokines in implantation. Salamonsen LA, Dimitriadis E, Robb L.Semin Reprod Med. 2000; 18(3):299-310.
  47. Review: LIF and IL11 in trophoblast-endometrial interactions during the establishment of pregnancy.
    Dimitriadis E, Menkhorst E, Salamonsen LA, Paiva P.Placenta. 2010 Mar; 31 Suppl:S99-104. Epub 2010 Feb 2.
  48. Herbst RS, Review of epidermal growth factor receptor biology, in International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics, vol. 59, 2 Suppl, 2004, pp. 21–6
  49. AM Petit, J Rak, MC Hung, P Rockwell, N Goldstein, B Fendly and RS Kerbel, Neutralizing antibodies against epidermal growth factor and ErbB-2/neu receptor tyrosine kinases down-regulate vascular endothelial growth factor production by tumor cells in vitro and in vivo: angiogenic implications for signal transduction therapy of solid tumors, in American Journal of Pathology, vol. 151, nº 6, dicembre 1997, pp. 1523-30, PMID 9403702.
  50. V Lindner, M A Reidy, Proliferation of smooth muscle cells after vascular injury is inhibited by an antibody against basic fibroblast growth factor (PDF), in Proc Natl Acad Sci U S A., vol. 88, nº 9, 1º maggio 1991, pp. 3739-43, PMID 2023924.
  51. Marie C. Prewett, Andrea T. Hooper, Rajiv Bassi, Lee M. Ellis, Harlan W. Waksal and Daniel J. Hicklin, Enhanced Antitumor Activity of Anti-epidermal Growth Factor Receptor Monoclonal Antibody IMC-C225 in Combination with Irinotecan (CPT-11) against Human Colorectal Tumor Xenografts (PDF), in American Association for Cancer Research, vol. 8, nº 5, maggio 2002, pp. 994-1003,
  52. J. Baselga, D. Pfister, M. R. Cooper, R. Cohen, B. Burtness, M. Bos, G. D’Andrea, A. Seidman, L. Norton, K. Gunnett, J. Falcey, V. Anderson, H. Waksal, J. Mendelsohn, Phase I Studies of Anti–Epidermal Growth Factor Receptor Chimeric Antibody C225 Alone and in Combination With Cisplatin, in Journal of Clinical Oncology, vol. 18, nº 4, febbraio 2000, pp. 904-14
  53. Lockwood CJKrikun GRunic RSchwartz LBMesia AFSchatz F.   Progestin-epidermal growth factor regulation of tissue factor expression during decidualization of human endometrial stromal cells. J Clin Endocrinol Metab. 2000 Jan;85(1):297-301.
  54. Lockwood CJKrikun GSchatz F.    Decidual cell-expressed tissue factor maintains hemostasis in human endometrium. nn N Y Acad Sci. 2001 Sep;943:77-88.
  55. Progestin-epidermal growth factor regulation of tissue factor expression during decidualization of human endometrial stromal cells.

    Lockwood CJ, Krikun G, Runic R, Schwartz LB, Mesia AF, Schatz F.J Clin Endocrinol Metab. 2000 Jan; 85(1):297-301.
  56. Hu W, Feng Z, Teresky AK, Levine AJ (November 2007). ”p53 regulates maternal reproduction through LIF”. Nature450 (7170): 721–724
  57. Aghajanova L (December 2004). “Leukemia inhibitory factor and human embryo implantation”. Annals of the New York Academy of Sciences1034: 176–83.
  58. Stewart CL, Kaspar P, Brunet LJ, Bhatt H, Gadi I, Köntgen F, Abbondanzo SJ (September 1992). “Blastocyst implantation depends on maternal expression of leukaemia inhibitory factor”.  Nature.  359 (6390): 76–9.
  59. Stewart CL, Kaspar P, Brunet LJ, Bhatt H, Gadi I, Kontgen F, Abbondanzo SJ. Blastocyst implantation depends on maternal expression of leukemia inhibitory factor. Nature. 1992;359:76–79. doi: 10.1038/359076a0
  60. Robb L, Li R, Hartley L, Nandurkar HH, Koentgen F, Begley CG. Infertility in female mice lacking the receptor for interleukin 11 is due to a defective uterine response to implantation. Nature Medicine. 1998;4:303–308.
  61. Du XX, Williams DA. Interleukin-11: Review of molecular, cell biology and clinical use. Blood  1997;89:3897–3908.
  62. Cork BA, Li TC, Warren MA, Laird SM. Interleukin-11 (IL-11) in human endometrium: expression throughout the menstrual cycle and the effects of cytokines on endometrial IL-11 production in vitro. J Reprod Immunol. 2001;50:3–17. doi: 10.1016/S0165-0378(00)00089-9.
  63. Chen HF, Lin CY, Chao KH, Wu MY, Yang YS, Ho HN. Defective production of interleukin-11 by decidua and chorionic villi in human anembryonic pregnancy. J Clin Endocrinol Metab. 2002;87:2320–2328.
  64. Cork BA, Tuckerman EM, Li TC, Laird SM. Expression of interleukin (IL)-11 receptor by the human endometrium in vivo and effects of IL-11, IL-6 and LIF on the production of MMP and cytokines by human endometrial cells in vitro. Mol Hum Reprod. 2002;8:841–848. doi: 10.1093/molehr/8.9.841.
  65. Dimitriadis E, Robb L, Salamonsen LA. Interleukin 11 advances progesterone-induced decidualization of human endometrial stromal cells. Mol Hum Reprod. 2002;8:636–643. doi: 10.1093/molehr/8.7.636.
  66. Dimitriadis E, Robb L, Salamonsen LA. Interleukin 11 advances progesterone-induced decidualization of human endometrial stromal cells. Mol Hum Reprod. 2002;8:636–643.
  67. Tanaka T, Sakamoto T, Miyama M, Ogita S, Umesaki N. Interleukin-11 enhances cell survival of decidualized normal human endometrial stromal cells. Gynecol Endocrinol. 2001;15:272–278.
  68. Karpovich N, Chobotova K, Carver J, Heath JK, Barlow DH, Mardon HJ. Expression and function of interleukin-11 and its receptor alpha in the human endometrium. Mol Hum Reprod. 2003;9:75–80. doi: 10.1093/molehr/gag012.
  69. Bilinski P, Roopenian D, Gossler A. Maternal IL-11Rα function is required for normal decidua and fetoplacental development in mice. Genes Dev. 1998;12:2234–2243.
  70. Chen HF, Lin CY, Chao KH, Wu MY, Yang YS, Ho HN. Defective production of interleukin-11 by decidua and chorionic villi in human anembryonic pregnancy. J Clin Endocrinol Metab. 2002;87:2320–2328.
  71. Cork BA, Li TC, Warren MA, Laird SM. Interleukin-11 (IL-11) in human endometrium: expression throughout the menstrual cycle and the effects of cytokines on endometrial IL-11 production in vitro. J Reprod Immunol. 2001;50:3–17.
  72. Dimitriadis E, Salamonsen LA, Robb L. Expression of interleukin-11 during the human menstrual cycle: coincidence with stromal cell decidualization and relationship to leukaemia inhibitory factor and prolactin. Mol Hum Reprod. 2000;6:907–914.
  73. Salamonsen LA, Dimitriadis E, Robb L. Cytokines in implanatation. Semin Reprod Med. 2000;18:299–310.
  74. Tanaka T, Sakamoto T, Miyama M, Ogita S, Umesaki N. Interleukin-11 enhances cell survival of decidualized normal human endometrial stromal cells. Gynaecol Endocrinol. 2001;15:272–278.


*********************************** PROGESTERONE AZIONE

  1. Graham JD, Clarke CL. Physiological action of progesterone in target tissues. Endocr Rev1997;18:502–519
  2. Lessey BA, Killam AP, Metzger DA, Haney AF, Greene GL, McCarty KS Jr. Immunohistochemical analysis of human uterine estrogen and progesterone receptors throughout the menstrual cycle. J Clin Endocrinol Metab 1988;67:334–340
  3. Mote PA, Johnston JF, Manninen T, Tuohimaa P, Clarke CL. Detection of progesterone receptor forms A and B by immunohistochemical analysis. J Clin Pathol 2001;54:624–630.

*************************+++++++ IDROSALPINGITI, ENDOMETRITI, ANNESSITI

  1. Zeyneloglu, H.B., Arici, A., Olive, D.L. Adverse effects of hydrosalpinx on pregnancy rates after in vitro fertilization–embryo transfer. Fertil Steril. 1998;70:492–499.
  2. Meyer, W., Castelbaum, A., Somkuti, S., Sagoskin, A., Doyle, M., Harris, J. et al, Hydrosalpinges adversely affect markers of endometrial receptivity. Hum Reprod. 1997;12:1393–1398.
  3. Penzias, A.S. Recurrent IVF failure: other factors. Fertil Steril. 2012;97:1033–1038.
  4.  Johnston-MacAnanny EB, Hartnett J, Engmann LL, Nulsen JC, Sanders MM, Benadiva CA. Chronic endometritis is a frequent finding in women with recurrent implantation failure after in vitro fertilization. Fertil Steril. 2010;93(2):437–41
  5. Inmaculada Moreno, Francisco M. Codoñer, Felipe Vilella, Diana Valbuena, Juan F. Martinez-Blanch, Jorge Jimenez-Almazán, Roberto Alonso, Pilar Alamá, Jose Remohí, Antonio Pellicer, Daniel Ramon, Carlos Simon. Evidence that the endometrial microbiota has an effect on implantation success or failureAmerican Journal of Obstetrics and Gynecology, 2016; 215 (6): 684
***************+EMOTIONAL DISTRESS, OBESITA’, ETA’
  1. Boivin, J., Griffiths, E., Venetis, C.A. Emotional distress in infertile women and failure of assisted reproductive technologies: meta-analysis of prospective psychosocial studies. Br Med J. 2011;342:d223.
  2. Broughton, D.E., Moley, K.H. Obesity and female infertility: potential mediators of obesity’s impact. Fertil Steril. 2017;107:840–847.
  3. Shapiro, B., Daneshmand, S., Garner, F., Aguirre, M., Hudson, C. Factors related to embryo-endometrium asynchrony in fresh IVF cycles increase in prevalence with maternal age. Fertil Steril. 2013;100:S287
********************************************RECEPTIVITY ARRAY
  1. Díaz-Gimeno, P., Ruiz-Alonso, M., Blesa, D., Bosch, N., Martínez-Conejero, J.A., Alamá, P. et al, The accuracy and reproducibility of the endometrial receptivity array is superior to histology as a diagnostic method for endometrial receptivity. Fertil Steril. 2013;99:508–517.
  2. Garrido-Gomez T, Ruiz-Alonso M, Blesa D, Diaz-Gimeno P, Vilella F, Simon C. Profiling the gene signature of endometrial receptivity: clinical results. Fertil Steril. 2013;99:1078–85.

 

*********************************** INTEGRINE, MMP

  1. Giancotti FG, et al. (1999) Integrin signaling. Science. 285(5430): 1028-32.
  2. Schlaepfer DD, et al. (1994) Integrin-mediated signal transduction linked to Ras pathway by GRB2 binding to focal adhesion kinase. Nature. 372(6508): 786-91.
  3. Schlaepfer DD, et al. (1994) Integrin-mediated signal transduction linked to Ras pathway by GRB2 binding to focal adhesion kinase. Nature. 372(6508): 786-91.
  4. Schlaepfer DD, et al. (1998) Integrin signalling and tyrosine phosphorylation: just the FAKs? Trends Cell Biol. 8(4): 151-7.
  5. Di Carlo A. The role of matrix-metalloproteinase-2 (MMP-2) and matrix-metalloproteinase-9 (MMP-9) in angiogenesis. The inducer and inhibitor role of gelatinase A (MMP-2) and gelatinase B (MMP-9) in the formation of new blood vessels. Prevent Res, published on line 18. Oct. 2012, P&R Public. 34.
  6. Nagase H., Woessner J.F.Jr. “Matrix metalloproteinases”. The Journal of biological chemistry, 274 (31), 21491-21494, 1999.
  7. Schlaepfer DD, et al. (1998) Integrin signalling and tyrosine phosphorylation: just the FAKs? Trends Cell Biol. 8(4): 151-7.
  8. Schlaepfer DD, et al. (1994) Integrin-mediated signal transduction linked to Ras pathway by GRB2 binding to focal adhesion kinase. Nature. 372(6508): 786-91.
  9. Schlaepfer DD, et al. (1998) Integrin signalling and tyrosine phosphorylation: just the FAKs? Trends Cell Biol. 8(4): 151-7.
  10. Nagase H., Woessner J.F.Jr. “Matrix metalloproteinases”. The Journal of biological chemistry, 274 (31), 21491-21494, 1999.
  11. Sternlicht M.D., Werb Z. “How matrix metalloproteinases regulate cell behavior”. Annual Review of Cell and Developmental Biology, 17, 463-516, 2001.
  12. Gellersen B1, Brosens IABrosens JJ.:  Decidualization of the human endometrium: mechanisms, functions, and clinical perspectives. Semin Reprod Med. 2007 Nov;25(6):445-53.
  13. Dunn CL1, Kelly RWCritchley HO.Decidualization of the human endometrial stromal cell: an enigmatic transformation. Reprod Biomed Online. 2003 Sep;7(2):151-61.
  14. Tang B, Guller S, Gurpide EEndocrine. 1997 Jun; 6(3):301-7.Mechanisms involved in the decidualization of human endometrial stromal cells. .Acta Eur Fertil. 1993 Sep-Oct; 24(5):221-3.
  15. Baniţă IM1, Bogdan F.: “Study of chorial villi formation and evolution”.  Rom J Morphol Embryol. 1998 Jan-Dec;44(1-4):11-6.
  16. Castellucci M, Kosanke G, Verdenelli F, Huppertz B, Kaufmann P.: “Villous sprouting: fundamental mechanisms of human placental development”. Hum Reprod Update. 2000 Sep-Oct; 6(5):485-94.
  17. Castellucci M, Scheper M, Scheffen I, Celona A, Kaufmann P.: The development of the human placental villous tree. Anat Embryol (Berl). 1990; 181(2):117-28.
  18. Frank H. Netter, Atlante di anatomia umana, terza edizione, Elsevier Masson, 2007. ISBN 978-88-214-2976-7
  19. Anastasi G. e altri, “Trattato di anatomia umana” Edi Ermes 2006
  20. Testut L. et Latarjet A.: “Traitè d’anatomie humaine”. G. Doin & CIE Editeurs;1949.

*****************************************  LH, LH ADDED,  LH SUPPLEMENTATION

  1. Rao CV 2001 Multiple novel roles of luteinizing hormone. Fertility and Sterility 76, 1097–1100.
  2. Shemesh M 2001 Actions of gonadotrophins on the uterus. Reproduction 121, 835–842.
  3. Srisuparp S, Strakova Z, Fazleabas AT 2001 The role of chorionic gonadotropin (CG) in blastocyst implantation. Archives of Medical Research 32, 627–634
  4. Stepien A, Shemesh M, Ziecik AJ 1999 Luteinizing hormone receptor kinetic and LH-induced prostaglandin production throughout the oestrous cycle in porcine endometrium. Reproduction Nutrition et Développement 39, 663–674.
  5. Bourgain C, Smitz J, Camus M et al. 1994 Human endometrial maturation is markedly improved after luteal supplementation of gonadotrophin-releasing hormone analogue/human menopausal gonadotrophin stimulated cycles. Human Reproduction 9, 32–40
  6. Richard A. Jungmann and John S. Schweppe: “Mechanism of Action of Gonadotropin”. J. Biol. Chem. 1972, 247:5535-5542.
  7. Levy DP, Navarro JM, Schattman GL, Davis OK, Rosenwaks Z (2000) The role of LH in ovarian stimulation: exogenous LH, let’s design the future. Hum Reprod; 15:2258-2265.
  8. De Placido G, Alviggi C, Mollo A, Strina I, Ranieri A, Alviggi E, Wilding M, Varricchio MT, Borrelli AL and Conforti S (2004) Effects of recombinant LH (rLH) supplementation during controlled ovarian hyperstimulation (COH) in normogonadotrophic women with an initial inadequate response to recombinant FSH (rFSH) after pituitary downregulation. Clin Endocrinol; 60:637-643.
  9. De Placido G, Alviggi C, Perino A, Strina I, Lisi F, Fasolino A, De Palo R, Ranieri A, Colacurci N and Mollo A on behalf of the Italian Collaborative Group on Recombinant Human Luteinizing Hormon. (2005) Recombinant human LH supplementation versus recombinant human FSH (rFSH) step-up protocol during controlled ovarian stimulation in normogonadotrophic women with initial inadequate ovarian response to rFSH. A multicentre, prospective, randomized controlled trial. Human Reproduction; 20(2):390-396.
  10. Chappel SC and Howles C (1991) Revaluation of the roles of luteinizing hormone and follicle stimulating hormone in the ovulatory process. Hum Reprod; 6:1206-12.
  11. Direito A., Bailly, S., Mariani, A., Ecochard, R. Relationships between the luteinizing hormone surge and other characteristics of the menstrual cycle in normally ovulating women. Fertil Steril. 2013;99:279–285.e3.AbstractFull TextFull Text PDF
  12. Juan-Enrique Schwarze, et al: Addition of neither recombinant nor urinary luteinizing hormone was associated with an improvement in the outcome of autologous in vitro fertilization/intracytoplasmatic sperm injection cycles under regular clinical settings: a multicenter observational analysis. Fertil Steril 2016;106,7:1714-1717e1
  13. Irani M, Robles A, Gunnala V, Reichman DE, Rosenwarks: Optimal parameters for determining the LH surge in natural cycle frozen-thawed embryo transfers. Fertil Steril 2016;106,3S:e143
  14. Bourgain C, Ubaldi F, Tavaniotou A et al. 2002 Endometrial hormone receptors and proliferation index in the periovulatory phase of stimulated embryo transfer cycles in comparison with natural cycles and relation to clinical pregnancy outcome. Fertility and Sterility 78, 237–244
  15. Devroey P, Pados G 1998 Preparation of endometrium for egg donation. Human Reproduction Update 4, 856–861.
.

*************************** RECETTIVITA’ ENDOMETRIALE DIAGNOSTICA GENETICA

  1. Domínguez F, Remohí J, Pellicer A, Simón C 2003 Human endometrial receptivity: a genomic approach. Reproductive BioMedicine Online 6, 332–338.
  2. Bhagwat SR, Chandrashekar DS, Kakar R, Davuluri S, Bajpai AK, Nayak S, et al. Endometrial receptivity: a revisit to functional genomics studies on human endometrium and creation of HGEx-Erdb. PLoS One. 2013;8(3):e58419. [PMC free article] [PubMed]
  3. Diaz-Gimeno P, Ruiz-Alonso M, Blesa D, Bosch N, Martinez-Conejero JA, Alama P, et al. The accuracy and reproducibility of the endometrial receptivity array is superior to histology as a diag-nostic method for endometrial receptivity. Fertil Steril. 2013;99(2):508–17. [PubMed]
  4. Revel A, Achache H, Stevens J, Smith Y, Reich R. MicroRNAs are associated with human embryo implantation defects. Hum Reprod. 2011;26(10):2830–40.
    1. Koler, M., Achache, H., Tsafrir, A., Smith, Y., Revel, A., Reich, R. Disrupted gene pattern in patients with repeated in vitro fertilization (IVF) failure. Hum Reprod. 2009;24:2541–2548.
    2. Koot, Y.E., Van Hooff, S.R., Boomsma, C.M., Van Leenen, D., Koerkamp, M.J.G., Goddijn, M. et al, An endometrial gene expression signature accurately predicts recurrent implantation failure after IVF.Sci Rep. 2016;6:19411.
    3. Bersinger, N.A., Wunder, D.M., Birkhäuser, M.H., Mueller, M.D. Gene expression in cultured endometrium from women with different outcomes following IVF. Mol Hum Reprod. 2008;14:475–484.
    4. Simon, C., Vladimirov, I.K., Castillon Cortes, G., Ortega, I., Cabanillas, S., Vidal, C. et al, Prospective, randomized study of the endometrial receptivity analysis (ERA) test in the infertility work-up to guide personalized embryo transfer versus fresh transfer or deferred embryo transfer. Fertil Steril. 2016;106:e46–e47.Abstract | Full Text | Full Text PDF
    5. Díaz-Gimeno, P., Horcajadas, J.A., Martínez-Conejero, J.A., Esteban, F.J., Alamá, P., Pellicer, A. et al, A gomic diagnostic tool for human endometrial receptivity based on the transcriptomic signature. Fertil Steril. 2011;95:50–60.ene15.AbstractFull TextFull Text PDF

******************** DIAGNOSTICA  RECETTORIALE  MOLECOLARE ENDOMETRIALE

  1. Ponnampalam, A.P., Weston, G.C., Trajstman, A.C., Susil, B., Rogers, P.A. Molecular classification of human endometrial cycle stages by transcriptional profiling. Mol Hum Reprod. 2004;10:879–893.
  2. Talbi, S., Hamilton, A., Vo, K., Tulac, S., Overgaard, M.T., Dosiou, C. et al, Molecular phenotyping of human endometrium distinguishes menstrual cycle phases and underlying biological processes in normo-ovulatory women. Endocrinology. 2006;147:1097–1121.
  3. Diaz-Gimeno P, Horcajadas JA, Martinez-Conejero JA, Esteban FJ, Alama P, Pellicer A, et al. A genomic diagnostic tool for human endometrial receptivity based on the transcriptomic signature. Fertil Steril. 2011;95(1):50–60. [PubMed]
  4. Riesewijk, A., Martín, J., van Os, R., Horcajadas, J.A., Polman, J., Pellicer, A. et al, Gene expression profiling of human endometrial receptivity on days LH+ 2 versus LH+ 7 by microarray technology.Mol Hum Reprod. 2003;9:253–264.
  5. Ruiz-Alonso, M., Blesa, D., Simón, C. The genomics of the human endometrium. Biochim Biophys Acta. 2012;1822:1931–1942.

********************************************************************  HATCHING

 

  1. Magli, M., Gianaroli, L., Ferraretti, A., Fortini, D., Aicardi, G., Montanaro, N. Rescue of implantation potential in embryos with poor prognosis by assisted zona hatching. Hum Reprod. 1998;13:1331–1335.
  2. Pehlivan, T., Rubio, C., Rodrigo, L., Romero, J., Remohi, J., Simon, C. et al, Impact of preimplantation genetic diagnosis on IVF outcome in implantation failure patients. Reprod Biomed Online. 2003;6:232–237.
  3. Blockeel, C., Schutyser, V., De Vos, A., Verpoest, W., De Vos, M., Staessen, C. et al, Prospectively randomized controlled trial of PGS in IVF/ICSI patients with poor implantation. Reprod Biomed Online. 2008;17:848–854. Abstract | Full Text PDF

************************************+++ CELLULE STAMINALI

  1. Gargett CE, Schwab KE, Zillwood RM, Nguyen HP, Wu D. Isolation and culture of epithelial progenitors and mesenchymal stem cells from human endometrium. Biol Reprod 2009;80:1136–1145.
  2. Cervello I, Mas A, Gil-Sanchis C, Simon C. Somatic stem cells in the human endometrium. Semin Reprod Med 2013;31:69–76.
  3. Co-expression of two perivascular cell markers isolates mesenchymal stem-like cells from human endometrium. Schwab KE, Gargett CE um Reprod. 2007 Nov; 22(11):2903-11.
  4. Gargett CE. Uterine stem cells: what is the evidence? Hum Reprod Update. 2007;13(1):87–101.
  5. Cervello I, Simon C. Somatic stem cells in the endo-metrium. Reprod Sci. 2009;16(2):200–5.
  6. Dimitrov R, Kyurkchiev D, Timeva T, Yunakova M, Stamenova M, Shterev A, et al. First-trimester human decidua contains a population of mesenchymal stem cells. Fertil Steril. 2010;93(1):210–9.
  7. Gargett CE, Schwab KE, Zillwood RM, Nguyen HP, Wu D. Isolation and culture of epithelial progenitors and mesenchymal stem cells from human endometrium. Biol Reprod. 2009;80(6):1136–45.[PMC free article] [PubMed
  8. Mints M, Jansson M, Sadeghi B, Westgren M, Uzunel M, Hassan M, et al. Endometrial endothelial cells are derived from donor stem cells in a bone marrow transplant recipient. Hum Reprod. 2008;23(1):139–43.
  9. Chan RW, Schwab KE, Gargett CE. Clonogenicity of human endometrial epithelial and stromal cells. Biol Reprod. 2004;70(6):1738–50.
  10. Meng X, Ichim TE, Zhong J, Rogers A, Yin Z, Jackson J, et al. Endometrial regenerative cells: a novel stem cell population. J Transl Med. 2007;15(5):57.
  11. Chan RW, Kaitu'u-Lino T, Gargett CE. Role of label-retaining cells in estrogen-induced endometrial regeneration. Reprod Sci. 2012;19(1):102–14.
  12. Gargett CE, Schwab KE, Brosens JJ, Puttemans P, Benagiano G, Brosens I. Potential role of endometrial stem/progenitor cells in the pathogenesis of early-onset endometriosis. Mol Hum Reprod 2014;20:591–598.
******************************* IMMUNOLOGIA
  1. Makrigiannakis A. Repeated implantation failure: Immunological aspects and evidence based treatment modalities. In: Makrigiannakis A, editor. Proceeding of MSRM International Meeting “Implantation-recurrent miscarriages science and clinical aspects”; 2010 Sept 24-26; Chania, Crete, Greece: Mediterranean Society for Reproductive Medicine; 2010. pp. 21–2.
  2.  Tuckerman E, Mariee N, Prakash A, Li TC, Laird S. Uterine natural killer cells in peri-implantation endometrium from women with repeated implant-ation failure after IVF. J Reprod Immunol. 2010;87(1-2):60–6.
  3.  Flynn L, Byrne B, Carton J, Kelehan P, O'Herlihy C, O'Farrelly C. Menstrual cycle dependent fluctuations in NK and T-lymphocyte subsets from non-pregnant human endometrium. Am J Reprod Immunol. 2000;43(4):209–17.

****************************** DATAZIONE ENDOMETRIO ENDOMETRIO IN FASE/IMPAIRED

  • Noyes RW, Hertig AT, Rock J. Dating the endometrial biopsy. Fertil Steril. 1950;1:3–25.

Salker M, Teklenburg G, Molokhia M, Lavery S, Trew G, Aojanepong T, et al. Natural selection of human embryos: impaired decidualization of endometrium disables embryo-maternal interactions and causes recurrent pregnancy loss. PLoS ONE. 2010;5(4):10287

*********************************** PGD

Thornhill AR, deDie-Smulders CE, Geraedts JP, Harper JC, Harton GL, Lavery SA, et al. ESHRE PGD Consortium ‘Best practice guidelines for clinical preimplantation genetic diagnosis (PGD) and preimplantation genetic screening (PGS)’ Hum Reprod. 2005;20(1):35–48.

**********************************************************************************  TERAPIA  IMMUNOLOGICA

  1. Stephenson MD, Fluker MR. Treatment of repeated unexplained in vitro fertilization failure with intravenous immunoglobulin: a randomized, placebo controlled Canadian trial. Fertil Steril. 2000;74(6):1108–13. [PubMed
  2. Tan BK, Vandekerckhove P, Kennedy R, Keay SD. Investigation and current management of recurrent IVF treatment failure in the UK. BJOG. 2005;112(6):773–80.
  3. Toth B, Wurfel W, Germeyer A, Hirv K, Makrigiannakis A, Strowitzki T. Disorders of implantation--are there diagnostic and therapeutic options? J Reprod Immunol. 2011;90(1):117–23.
  4. Coulam CB. Implantation failure and immunotherapy. Hum Reprod. 1995;10(6):1338–40.
  5. Balasch J, Creus M, Fabregues F, Font J, Martorell J, Vanrell JA. Intravenous immunoglobulin preceding in vitro fertilization-embryo transfer for patients with repeated failure of embryo transfer. Fertil Steril. 1996;65(3):655–8. [PubMed]
  6. Sher G, Zouves C, Feinman M, Maassarani G, Matzner W, Chong P, et al. A rational basis for the use of combined heparin/aspirin and IVIG immunotherapy in the treatment of recurrent IVF failure associated with antiphospholipid antibodies. Am J Reprod Immunol. 1998;39(6):391–4. [PubMed]
  7. Christiansen OB, Pedersen B, Rosgaard A, Husth M. A randomized, double-blind, placebo controlled trial of intravenous immunoglobulin in the preven-tion of recurrent miscarriage: evidence for a thera-peutic effect in women with secondary recurrent miscarriage. Hum Reprod. 2002;17(3):809–16.
  8. Coulam CB, Acacio B. Does immunotherapy for treatment of reproductive failure enhance live births? Am J Reprod Immunol. 2012;67(4):296–304.
  9. Stephenson MD, Kutteh WH, Purkiss S, Librach C, Schultz P, Houlihan E, et al. Intravenous immunoglobulin and idiopathic secondary recurrent miscarriage: a multicentered randomized placebo-controlled trial. Hum Reprod. 2010;25(9):2203–9.
  10. Stephenson MD, Fluker MR. Treatment of repeated unexplained in vitro fertilization failure with intravenous immunoglobulin: a randomized, placebo controlled Canadian trial. Fertil Steril. 2000;74(6):1108–13.
******************************************+TERAPIA CON REVISIONE CAVIT, BIOPSIA
  1. Barash A, Dekel N, Fieldust S, Segal I, Schechtman E, Granot I. Local injury to the endometrium doubles the incidence of successful pregnancies in patients undergoing in vitro fertilization. Fertil Steril. 2003;79(6):1317–22.
  2. Narvekar SA, Gupta N, Shetty N, Kottur A, Srinivas M, Rao KA. Does local endometrial injury in the nontransfer cycle improve the IVF-ET outcome in the subsequent cycle in patients with previous unsuccessful IVF? A randomized con-trolled pilot study. J Hum Reprod Sci. 2010;3(1):15–9.[
  3. Karimzadeh MA, Ayazi Rozbahani M, Tabibnejad N. Endometrial local injury improves the pregnancy rate among reccurent implantation failure patients undergoing in vitro fertilization/intra-cytoplasmic sperm injection: a randomised clinical trial. Aust N Z J Obstet Gynecol. 2009;49(6):677–80.
  4. Gnainsky Y, Granot I, Aldo PB, Barash A, Or Y, Schechtman E, et al. Local injury of the endometrium induces an inflammatory response that promotes successful implantation. Fertil Steril. 2010;94(6):2030–6. [PMC free article] [PubMed]
  5. Narvekar SA, Gupta N, Shetty N, Kottur A, Srinivas M, Rao KA. Does local endometrial injury in the nontransfer cycle improve the IVF-ET outcome in the subsequent cycle in patients with previous unsuccessful IVF? A randomized con-trolled pilot study. J Hum Reprod Sci. 2010;3(1):15–9
  6. Zhou L, Li R, Wang R, Huang HX, Zhong K. Local injury to the endometrium in controlled ovarian hyperstimulation cycles improves implant-ation rates. Fertil Steril. 2008;89(5):1166–76. [PubMed]
  7. Potdar N, Gelbaya T, Nardo LG. Endometrial in-jury to overcome recurrent embryo implantation failure: a systematic review and meta-analysis. Reprod Biomed Online. 2012;25(6):561–71. [PubMed]
  8. Shohayeb A, El-Khayat W. Does a single endometrial biopsy regimen (SEBR) improve ICSI outcome in patients with repeated implantation failure? A randomised controlled trial. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2012;164(2):176–9. [PubMed]
  9.  Rubio C, Simon C, Mercader A, Garcia-Velasco J, Remohi J, Pellicer A. Clinical experience employing co-culture of human embryos with autologous human endometrial epithelial cells. Hum Reprod. 2000;15(Suppl 6):31–8. [PubMed]
  10. Raziel A, Schachter M, Strassburger D, Bern O, Ron-El R, Friedler S. Favorable influence of local injury to the endometrium in intracytoplasmic sperm injection patients with high-order implantation failure. Fertil Steril. 2007;87(1):198–201. [PubMed]
  11. The effect of endometrial injury on ongoing pregnancy rate in unselected subfertile women undergoing in vitro fertilization: a randomized controlled trial. Yeung TW, Chai J, Li RH, Lee VC, Ho PC, Ng EH. Hum Reprod. 2014 Nov; 29(11):2474-81. Epub 2014 Sep 8.
  12. 21. Trninić-Pjević A, Kopitović V, Pop-Trajković S, Bjelica A, Bujas I, Tabs D, et al. Effect of hysteroscopic examination on the outcome of in vitro fertilization. Vojnosanit Pregl Mil-Med Pharm Rev. 2011;68(6):476–80. [PubMed]
  13.  Karimzade MA, Oskouian H, Ahmadi S, Oskouian L. Local injury to the endometrium on the day of oocyte retrieval has a negative impact on implantation in assisted reproductive cycles: a randomized controlled trial. Arch Gynecol Obstet. 2010;281(3):499–503. doi: 10.1007/s00404-009-1166-1.
  14. Shufaro Y, Simon A, Laufer N, Fatum M. Thin unresponsive endometrium–a possible complication of surgical curettage compromising ART outcome. J Assist Reprod Genet. 2008;25(8):421–425. doi: 10.1007/s10815-008-9245-y.
Anatomia, Embriologia, Gravidanza

Gastrulazione e Organogenesi

Lo sviluppo embrionale nelle prime 8 settimane è detto embriogenesi ed  è suddiviso in 4 fasi successive: segmentazione, fase di blastula,  gastrula e organogenesi.  

Al 14º giorno dopo la fecondazione la blastocisti è stata totalmente incorporata nello stroma dell’endometrio materno. Essa, dall’esterno all’interno, è costituita dal sinciziotrofoblasto, da cui si formano i villi coriali che penetrano nei sinusoidi delle arterie spirali.  Internamente al sinciziotrofoblasto vi è il citotrofoblasto e sotto questo il mesoderma somatopleurico extraembrionale a cui l’embrione è attaccato per mezzo del peduncolo d’attacco, che successivamente diverrà il cordone ombelicale.  L’embrione è ricoperto da uno strato di mesoderma splancnopleurico extraembrionale. Il disco embrionale è formato da due foglietti cellulari, uno  superiore, detto epiblasto, che circonda la cavità amniotica e uno inferiore, l’ipoblasto, che circonda una cavità ad esso interna detta sacco vitellino secondario (1). 

La gastrulazione (dal greco gaster, stomaco) è soprattutto  movimentazione cellulare che avviene, dal 14-15° giorno, secondo varie modalità: invaginazione (o embolia), immigrazione, epibolia, e delaminazione (1-3). 

In tal modo l’embrione  cellule della blastocisti sono  riposizionate da una semplice formazione a palla (blastocisti) in un organismo multistratificato in cui si riconoscono i piani strutturali definitivi dell’embrione. Le cellule che formeranno gli organi endodermici e mesodermici vengono portate all’interno, mentre le cellule ectodermiche restano disposte in superficie (4-5). 

La gastrulazione inizia al 14-15º giorno dalla fecondazione con una piccola introflessione sulla superficie della blastula, un solco detto linea primitiva. In questa formazione si notano la fossetta primitiva, una depressione terminale della linea, sormontata da un rilievo  detto nodo primitivo o di Hensen. 

La linea primitiva si allunga e si approfondisce formando la gastrula a 2 strati cellulari; uno esterno o ectoderma ed uno interno o endoderma che si interpone fra epiblasto e ipoblasto. La cavità racchiusa fra i 2 strati si chiama archenteron e la sua apertura blastoporo che darà origine all’ano. Dall’endoderma origina il mesoderma che si interpone fra gli altri due foglietti embrionali; si forma così la gastrula a tre strati (6,7).

Organogenesi: Alla gastrulazione segue l’organogenesi, la formazione degli organi presenti solo come abbozzi nella gastrula. Dall’ectoderma originano l’epidermide e il tessuto nervoso, dal mesoderma originano scheletro, muscoli, reni, cuore, sangue e la maggior parte degli organi di riproduzione; dall’endoderma si formano il tubo digerente, il fegato, pancreas, tiroide e i polmoni.

Neurulazione: alla fine della gastrulazione, al 15° giorno circa dalla fecondazione, inizia la neurulazione che alcuni embriologi considerano una fase della gastrulazione. Sotto lo strato dorsale dell’ectoderma il mesoderma forma un cordone cellulare che prende il nome di notocorda la cui formazione si completa  al 19° giorno. La notocorda costituisce un asse rigido attorno a cui si sviluppa l’embrione, partecipa allo sviluppo del mesoderma parassiale e definisce l’asse intorno a cui si sviluppano i corpi vertebrali. Infine, la notocorda induce il differenziamento dell’ectoderma in neuroectoderma (processo di neurulazione)

Sopra la notocorda alcune cellule dell’ectoderma migrano dalla periferia verso l’asse centrale, creando un ispessimento chiamato linea primitiva. All’estremità craniale di tale linea si forma una zona di ispessimento chiamata nodo di Hensen. Successivamente le cellule della linea primitiva di approfondano formando un  solco longitudinale sul dorso dell’embrione. Successivamente i bordi di questo solco, detti creste neurali, si avvicinano fino a saldarsi completamente dando origine al tubo neurale (26° giorno dalla fecondazione). La fusione inizia nella regione cervicale e procede in direzione cefalo-caudale.  La mancata chiusura delle creste inferiori è causa di spina bifida, meningocele e mielomeningocele. La mancata chiusura delle pliche craniali può essere causa dell’anencefalia. All’epoca della chiusura del tubo neurale  il CRL fetale misura 3 mm. Il tubo neurale darà origine alle tre vescicole cerebrali primitive: prosencefali, mesencefalo e romboencefalo. Le cellule poste all’apice delle creste neurali sono dette cellule delle creste neurali e daranno origine ai gangli nervosi sensoriali e alle cellule di Schwan (8).

Le cellule che migrano attraverso la parte più craniale della linea primitiva formano il mesoderma parassiale, che darà luogo ai somiti che formeranno  cartilagine, ossa, tendini, derma, muscoli, pars midollare del surrene, setto interatriale ed interventricolare. . Il mesoderma intermedio che migra dalla regione centrale della linea primitiva è all’origine del tratto urogenitale (9). Altre cellule migrano attraverso la parte caudale della linea primitiva e formano il mesoderma laterale, e il mesoderma extraembrionale (10-13).

SNC: Alla 6ª settimana il tubo neurale si dilata dando origine a tre vescicole separate da due solchi: prosencefalo, mesencefalo e romboencefalo.

Nel corso della 7ª settimana di età gestazionale il tubo neurale si piega in avanti fino a che i 2/3 superiori formano un angolo di 70° circa con il terzo posteriore.

Durante la 5ª settimana di vita gestazionale il prosencefalo presenterà due protuberanze su entrambi i lati del prosencefalo, le vescicole ottiche (che daranno origine alla retina ed ai nervi ottici). Subito dopo compaiono due ulteriori protuberanze, più rostralmente e dorsalmente alle precedenti, le vescicole telencefaliche (i futuri emisferi cerebrali) le cui cavità diverranno i ventricoli laterali. La parte caudale delle vescicole telencefaliche darà origine al III° ventricolo,  ippocampo, gangli della base, amigdala e al diencefalo.

Diencefalo: porzione del cervello che racchiude il 3° ventricolo e che è costituita dal talamo, dal metatalamo con i corpi genicolati, dall’epitalamo con il corpo pineale (epifisi) e la regione abenulare, dal subtalamo con i corpo di Luys, la sostanza nigra di Sommering e il nucleo rosso, dall’ipotalamo con il tuber, il peduncolo ipofisario e la porzione nervosa dell’ipofisi (neuroipofisi o ipofisi posteriore).

Nella parete laterale del III° ventricolo iniziano a svilupparsi tre rigonfiamenti che presto diverranno (in senso dorso-ventrale) l’epitalamo, il talamo e l’ipotalamo, separati dal solco epitalamico (dorsale) e dal solco ipotalamico (ventrale). Il talamo si sviluppa assai rapidamente sporgendo presto all’interno del III° ventricolo, che a questo livello sarà ridotto a un passaggio molto stretto, e fondendosi nel 70% dei casi con la metà controlaterale tramite l’adesione intertalamica (massa intermedia). L’ipotalamo origina da neuroblasti della zona intermedia delle pareti diencefaliche: alcuni di questi neuroblasti si distaccheranno in una fase più tardiva a formare un nucleo con attività preminentemente endocrina mentre altri neuroni formeranno una coppia di nuclei ventrali, i corpi mammillari. L’epitalamo origina dal tetto e dalla porzione dorsale delle pareti diencefaliche proliferando notevolmente nelle fasi iniziali e poi riducendo la propria massa ad un piccolo ammasso di neuroni. Un diverticolo originato invece dalla porzione caudale del tetto del diencefalo formerà un ammasso compatto di neuroni, la ghiandola epifisaria. L’ipofisi è una ghiandola di origine ectodermica e prende origine da  un’espansione dell’ectoderma del tetto dello stomodeo, la tasca di Rathke che formerà l’adenoipofisi. Un’espansione proveniente dal neuroectoderma del diencefalo, il bottone neuroipofisario, formerà la neuroipofisi (16,17).

Telencefalo:  è la porzione più estesa dell’encefalo ed insieme al diencefalo costituisce il cervello. Nelle fasi iniziali di sviluppo la vescicola telencefalica è composta da una porzione mediana e due diverticoli laterali, le vescicole cerebrali, cioè gli abbozzi degli emisferi cerebrali. Le vescicole cerebrali, in questo stadio, sono in comunicazione aperta con la cavità del III° ventricolo attraverso i forami interventricolari. La porzione mediana (ricoperta da cellule ependimali) della parete degli emisferi cerebrali in via di formazione (fessura coroidea) – in continuazione diretta con il tetto del III ventricolo – si assottiglierà e formerà i plessi coroidei. Gli emisferi cerebrali subiscono una trasformazione importante proliferando notevolmente sino a coprire il diencefalo, il mesencefalo e l’intero tronco cerebrale; essi si uniscono lungo la linea mediana appiattendo le loro superfici mediali: lo strato di mesenchima che rimane inserito in questo spazio formerà la falce cerebrale che è una ripiegatura del foglietto della dura madre. Alla 6ª settimana comparirà il corpo striato come protuberanza bilaterale nel pavimento degli emisferi cerebrali: il processo di proliferazione del pavimento di ciascun emisfero avviene in realtà ad una velocità assai inferiore a quella delle pareti corticali per la presenza del grosso agglomerato cellulare del corpo striato. Questa è la ragione per cui gli emisferi avranno una forma definitiva a “C”. Anche le cavità ventricolari risentiranno di tale forma a “C” modellandosi nella stessa maniera. L’estremità caudale di ciascun emisfero, inoltre, si ripiegherà ventralmente e rostralmente formando i lobi temporali. Seguendo passivamente tale manovra di ripiegamento i ventricoli laterali formeranno il corno temporale e la fessura coroidea con i plessi coroidei del corno temporale. A mano a mano che la corteccia cerebrale si sviluppa le fibre corticospinali si ingrandiscono a formare la capsula interna e la capsula esterna che divideranno il corpo striato in nucleo caudato (che assumerà anch’esso forma a “C”) e nucleo lenticolare. Le pareti degli emisferi cerebrali in via di sviluppo sono composte nelle fasi iniziali dalla tre tipiche zone che caratterizzano il tubo neurale: zona ventricolare, intermedia e marginale. Successivamente, comparirà una quarta zona, la zona subventricolare. Le cellule della zona intermedia migrano verso la zona marginale dando origine agli strati della corteccia cerebrale. La sostanza grigia sarà quindi localizzata perifericamente e gli assoni originatisi da queste cellule attraverseranno la regione emisferica centrale formando la sostanza bianca.

Il mesencefalo non va incontro ad ulteriori suddivisioni, costituisce la parte più breve del tronco encefalico essendo lungo appena 2 cm a completamento di crescita. Come tutto il tronco encefalico il m. è contenuto nella fossa cranica posteriore. Nel m. vengono convenzionalmente distinte due parti, i 2 peduncoli cerebrali, uno per lato, disposti  lateralmente  e il tetto del mesencefalo tra essi compreso. I peduncoli cerebrali sono ulteriormente divisi dalla substantia nigra in una parte anteriore detta piede e in una parte posteriore detta parte tegmentale. A questo livello avviene l’elaborazione delle informazioni visive.  A dividere tra loro i peduncoli si trova la fossa interpeduncolare da cui si svilupperà l’acquedotto di Silvio all’interno del quale scorre il liquido cefalo-rachidiano.

 

 Il  romboencefalo si suddivide in metencefalo   (cervelletto e ponte) e mielencefalo (bulbo e midollo spinale). Il c e r v e l l e t t o prende origine  alla 5ª-6ª settimana da un ispessimento della porzione dorsale delle lamine alari.   La flessura cervicale separa il metencefalo dal  mielencefalo: questa flessura sarà poi rappresentata dalla radice del 1° nervo spinale localizzata grossolanamente nel futuro forame magno. La cavità liquorale sarà rappresentata dal IV° ventricolo e dal canale centrale della parte caudale del bulbo. 

 

 Al 18° giorno, le cellule del mesoderma più vicine al processo cefalico proliferano attivamente dando origine a ispessimenti paralleli (mesoderma parassiale). Nel mesoderma laterale, invece, si creano delle cavità che confluiscono separandolo in somatopleura (a contatto con l’ectoderma) e splancnopleura (ricopre l’endoderma). Il tratto di mesoderma che collega il parassiale al laterale si ispessisce a sua volta in due cordoni paralleli (mesoderma intermedio). Alla fine della terza settimana il mesoderma posto a fianco del tubo neurale si organizza in raggruppamenti chiamati somiti.

ORGANOGENESI CARDIACA: Il cuore comincia a battere e pompare sangue a circa 21-22 giorni dalla fecondazione (14)  Mioblasti cardiaci e isole di angioblasti derivate dal mesenchima splancnopleurico su ciascun lato della piastra neurale, danno luogo alla regione cardiogena. Questa è una zona a forma di ferro di cavallo, vicino alla testa dell’embrione. Dal 19° giorno  dalla fecondazione due filamenti tubiformi  cominciano a formarsi in questa regione: i tubi endocardiaci. Questi due tubi crescono e dopo 21 giorni sono migrati l’uno verso l’altro e fusi in  un unico tubo cardiaco primitivo, cuore tubolare composto dal solo endocardio. Successivamente altre cellule, prevalentemente contrattili, si associano al tubo cardiaco generando il miocardio, separato dall’endocardio dalla gelatina cardiaca. Un terzo gruppo di cellule ricopre il miocardio, l’epicardio.

Nello stesso tempo al 18° giorno di fecondazione con le cellule del mesoderma splancnopleurico che si differenziano in angioblasti e quindi in cellule endoteliali appiattite  che si uniscono per formare i vasi sanguigni.

Il cuore tubolare forma rapidamente cinque regioni distinte. Dall’alto in basso, questi sono infundibolo, bulbo cordis, ventricolo primitivo, atrio primitivo e il seno venoso. Inizialmente, tutto il sangue venoso scorre nel seno venoso, ed è spinto dal basso in alto attraverso il tronco arterioso. Quest’ultimo si dividerà per formare l’aorta e l’arteria polmonare. Il modellamento cardiaco inizia  entro la fine della quarta settimana. La morte cellulare programmata (apoptosi) è coinvolto in questo processo, in corrispondenza delle superfici di giunzione consentondo la fusione. Durante i primi due mesi di sviluppo, il setto interatriale comincia a formarsi. Questo setto divide l’atrio primitivo in atrio dx e sn. Un secondo setto (secundum setto) comincia a formarsi a destra del setto primum. Questo lascia anche una piccola apertura, il forame ovale che è in continuum con la precedente apertura del secundum ostio. Il setto primum è ridotto a un piccolo lembo che funge da valvola della forame ovale e questo rimane fino alla sua chiusura alla nascita. Tra i ventricoli si sviluppa il setto interventricolare; alla 5a settimana i ventricoli risultano morfologicamente ben definiti e separati (15).

Sangue: le cellule ematiche invece  vengono prodotte alla 3settimana, nelle isole ematiche (emangioma)  che si trovano nel sacco vitellino (18). Recentemente è stata individuata una seconda sorgente di cellule staminali ematiche (HSCs, Hematopoietic Stem Cells) di derivazione sempre mesodermica, alla 4a settimana dalla fecondazione, nella splancnopleura paraortica dall’emangioblasto o mesoderma emogenico. Queste cellule migrano  sulla parete ventrale dell’aorta  e quindi colonizzano in esclusiva il sistema linfomieloide (fegato, milza e midollo spinale) (19,20).  Studi ancora più recenti sembrano indicare come fonte emoangioblastica anche l’allantoide e la placenta (22,23). 

La cellula ematica madre è detta emocitoblasto. Da essa  derivano gli eritroblasti, i mieloblasti, i linfoblasti, monoblasti e megacarioblasti.  Con l’accumulo di emoglobina e l’espulsione del nucleo gli eritroblasti  si trasformano in reticolociti (così denominati perchè se trattati con blu cresile brillante precipitano sotto forma di sostanza granulosa e filamentosa: “reticolare”).e quindi evolvono in eritrociti primitivi. Gli eritrociti primitivi possiedono emoglobina fetale dotata di maggiore affinità per O2. L’emoglobina adulta inizia ad essere prodotta dal 4° mese.  Le cellule staminali emopoietiche del sacco vitellino possono generare anche granulociti, monociti. Dalla 5°-6° settimana inizia l’emopoiesi epatica (eritrociti definitivi, megacariociti, leucociti); i linfociti T cominciano a differenziarsi nel timo. Al 5° mese l’emopoiesi passa al midollo osseo (sede definitiva dell’emopoiesi) e si sviluppano gli organi linfoidi. Il midollo osseo inizia la produzione di linfociti B e precursori di linfociti T mentre il timo produce linfociti T maturi. Organi linfoidi secondari come le tonsille (originate dall’endoderma dell’intestino primitivo), la milza (originate dallo stroma delle cellule mesenchimali del mesogastrio dorsale), i linfonodi (cellule mesenchimali, lungo i vasi linfatici in formazione, per gemmazione dell’endotelio delle vene). Visibili tra l’8° e l’11° settimana le placche di Peyer (aggregazione di linfociti e cellule dendritiche al disotto della mucosa dell’intestino tenue).

Dalla placca precordale si formano la membrana buccofaringea, lo stomodeo, (dal greco stom, bocca e odaios, via) una regione tondeggiante formata da ectoderma ed endoderma e precursore della cavità orale, e la membrana cloacale, suo corrispettivo al polo opposto (caudale). Lo stomodeo è il precursore della bocca e del lobo anteriore della ghiandola ipofisaria (adenoipofisi). che deriva esattamente dalla tasca di Rathke, una piega dello stomodeo mentre la neuroipofisi proviene dal pavimento del diencefalo.

Quando la membrana cloacale si è formata, compare anche un diverticolo del sacco vitellino che penetra nel mesoderma splancnopleurico extraembrionale presso il peduncolo d’attacco, detto allantoide. L’allantoide (dal greco allantoeides che letteralmente significa “dalla forma di salsicciotto”), formerà, insieme ad altri componenti embrionali, il cordone ombelicale. Alla nascita, con la recisione del cordone ombelicale, la porzione di allantoide rimasta all’interno del corpo è destinata a trasformarsi in un legamento fibroso, l’uraco. Questo contribuirà a tenere saldamente connesso l’apice della vescica alla parete addominale ventrale formando il legamento ombelicale mediano, affiancato da altri due laterali.

Dal 17º giorno il mesoderma si espande in direzione cranio-caudale e trasversalmente, facendo perdere i contatti tra l’epiblasto e l’ipoblasto e venendo invece a contatto con il mesoderma splancnopleurico extraembrionale che li ricopre. Il mesoderma intraembrionale  si dispone inoltre ai lati della placca precordale che si è formata dalle prime cellule migrate dietro la membrana buccofaringea.

Intestino: Nella quarta settimana  l’ectoderma si estende sul resto del corpo embrionale, creando una piega cefalica e una piega caudale  con l’effetto di deporre uno strato di amnios attorno all’intero embrione e di ripiegare i foglietti ruotando gli abbozzi. Le due pieghe danno origine all’intestino primitivo, il cui lume è formato dal sacco vitellino.

I movimenti delle pieghe creano altresì delle depressioni a forma di imbuto: una cefalica che termina con la membrana faringea (stomodeo); una caudale che termina con la membrana cloacale (proctodeo).

SVILUPPO DELLA FACCIA

 Apparato faringeo E’ definito anche brachiale, genera organi della testa, del collo compresi il primo tratto dell’apparato digerente e respiratorio. E’ costituito da:

 Anelli detti archi. Sono 5, numerati da I a VI perché il V regredisce immediatamente. composti ognuno da tutti i tre foglietti germinativi di cui:

 Il foglietto ectodermico forma i solchi

 Il foglietto endodermico forma le tasche

 Le giunzioni dei solchi e delle tasche produrranno la formazione delle membrane branchiali

 Archi faringei o branchiali Ogni arco è composto da un asse di mesoderma prevalentemente proveniente dalle creste neurali. A partire dal secondo mese le pieghe degli archi scompaiono

 I arco : mandibolare

  • Ossa della faccia (principalmente mandibola e mascella), per ossificazione diretta dal mesenchima
  • Incudine e martello dalla cartilagine di Meckel o Muscoli masticatori
 II arco : ioideo
  •  la staffa per ossificazione endocondrale dalla cartilagine del Reichert
  • Processo stiloideo
  • Porzione superiore dell’osso ioide
 III arco :
  • Grandi corna e corpo dell’osso ioide per ossificazione endocondrale
 IV arco e VI arco
  • Cartilagini della laringe

 Solchi faringei In numero di 4 dall’ectoderma

 I solco: condotto uditivo esterno, porzione esterna membrana timpano

 II, III e IV: nessuna formazione. il II alla 6° sett forma il seno cervicale che si oblitera

 Tasche faringee

 I tasca: tuba o tromba di Eustachio (orecchio medio), membrana timpanica e cavità timpanica

 II tasca: tonsilla palatina

 III tasca: abbozzi timo, parotidi inferiori

 IV tasca: parotidi superiori

 VI tasca: corpo ultimo branchiale, le cellule migreranno a formare le cellule C della tiroide

Formazione della lingua

 Verso la 4° sett si formano degli abbozzi sulla porzione posteriore degli archi faringei che costituiranno il rivestimento della lingua:

Tubercolo impari e due tubercoli laterali sul I arco faringeo, fondendosi formeranno gran parte del corpo della lingua

  • Copula (regione mediana II arco) e eminenza ipobranchiale (III e IV arco) formeranno la radice della lingua.
  • l’abbozzo endodermico della lingua si riempie di cellule provenienti dai somiti occipitali, mioblasti che origineranno la muscolatura scheletrica della lingua
  •  Formazione della tiroide
  •  Dalla 4° sett a livello dello stomodeo invaginazione di endoderma forma il foramen caecum, separa il I arco dal II
  •  All’interno del foramen caecum scende l’abbozzo tiroideo fino alla 7° sett
  •  La tiroide produce ormoni sin dal 3° mese di sviluppo
  •  Ghiandole salivari
  •  Parotidi: ectoderma
  •  Sottomandibolare: endodermica
  •  Sottolinguali: endoderma

Sviluppo della faccia

 Cresta neurale: tessuti scheletrici e connettivali della faccia

 La faccia si sviluppa intorno allo stomodeo

 5 abbozzi si formano durante la 4° sett:

  • Processo frontale (dal tetto stomodeo)
  • Due processi mascellari (porzione laterale I arco)
  • Due processi mandibolari (dal I arco faringeo)
 Alla 4° settimana per ispessimento del foglietto ectodermico, al processo frontale si formano i placodi olfattivi (ispessiti dal mesoderma)
 Processi nasali mediali e laterali
 Fine 4° settimana: processi mandibolari si fondono: mento e abbozzo del labbro inferiore
 Fine 6° settimana: i processi nasali mediani si fondono: massiccio mediano della faccia
  • La parte superiore origina il setto nasale
  • Quella inferiore il filtro del labbro superiore
  • Quella intermedia i quattro incisivi superiori
  • Quella interna il palato primitivo
 Processi mascellari hanno 3 fusioni: labbro superiore e arco mascella. Fusione con processi mandibolari: minore apertura bocca. Formazione guance con processi nasali
Bocca primitiva
 È costituita da: stomodeo, porzione iniziale intestino primitivo anteriore, in comunicazione dal 24-26° g quando la membrana faringea si perfora
 6° sett: cavità orale delimitata da processi mandibolare e mascellare → proliferazione epitelio: creste labiale
 Formazione di un solco delle creste: vestibolo della bocca
Dal palato primitivo al definitivo: il palato primitivo è la parte interna del processo intermascellare (proc. Frontonasale)
 La presenza lingua ostacola palato definitivo
 La membrana oro-faringea si perfora al 40° giorno
 Discesa lingua, formazione lamine che si fondono (10° sett)
 La porzione posteriore non ossifica: palato molle e ugola
 Cavità nasali  Placodi olfattivi→processi nasali→cavità nasali
 Scomparsa membrana oronasale=cavità nasale
 8°-9° sett: scende il processo nasale setto nasale
 Alla 10° sett setto nasale si fonde con palato secondario: cavità nasali
 Coane: comunicazione faringe
 Cornetti nasali

Bibliografia:

  1. Forgács, G. & Newman, Stuart A. (2005). “Cleavage and blastula formation”. Biological physics of the developing embryo. Cambridge University Press. p. 27. ISBN 978-0-521-78337-8.
  2. Sadler, T.W.; Langman, Jan (2012) [1st. Pub. 2001]. “Chapter 3: Primera semana del desarrollo: de la ovulación a la implantación”. In Seigafuse, sonya. Langman, Embriología médica. Lippincott Williams & Wilkins, Wolters Kluwer. pp. 29–42.
  3. Carlson, Bruce M. (1999) [1t. Pub. 1997]. “Chapter 4: Formation of germ layers and initial derivatives”. Human Embryology & Developmental Biology. Mosby, Inc. pp. 62–68. ISBN 0-8151-1458-3.
  4. Keller R, Clark WH Jr, Griffin F, eds. 1991. Gastrulation. Movements, Patterns, and Molecules. New York/London: Plenum
  5. Keller R, Davidson LA. 2004. Cell movements of gastrulation. See Stern 2004b, pp. 291–304
  6. David-Emlyn Parfitt , Michael M. Shen: From blastocyst to gastrula: gene regulatory networks of embryonic stem cells and early mouse embryogenesis. DOI: 10.1098/rstb.2013.0542 Published 27 October 2014
  7. Lila Solnica-Krezel and Diane S. Sepich: “Gastrulation: Making and Shaping Germ Layers”. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2012. 28:687–717
  8. Larsen, W J (2001). Human Embryology (3rd ed.). Elsevier. p. 87
  9. Brent AE, Schweitzer R, Tabin CJ (April 2003). “A somitic compartment of tendon progenitors”Cell 113 (2): 235–48.
  10. Sadler, T.W.; Langman, Jan (2012) [1st. Pub. 2001]. “Chapter 3: Primera semana del desarrollo: de la ovulación a la implantación”. In Seigafuse, sonya. Langman, Embriología médica. Lippincott Williams & Wilkins, Wolters Kluwer. pp. 29–42
  11. Moore, Keith L.; Persaud, V.N. (2003) [1t. Pub. 1996]. “Chapter 3: Formation of the bilaminar embryonic disc: second week”. The Developing Human, Clinically Oriented Embryology. W B Saunders Co. pp. 47–51
  12. Larsen, William J.; Sherman, Lawrence S.; Potter, S. Steven; Scott, William J. (2001) [1t. Pub. 1998]. “Chapter 2: Bilaminar embryonic disc development and establishment of the uteroplacental circulation”. Human Embryology. Churchill Livingstone. pp. 37–45.
  13. Smith Agreda, Víctor; Ferrés Torres, Elvira; Montesinos Castro-Girona, Manuel (1992). “Chapter 5: Organización del desarrollo: Fase de germinación”. Manual de embriología y anatomía general. Universitat de València. pp. 72–85.
  14. Betts, J. Gordon (2013). Anatomy & physiology. pp. 787–846
  15. Larsen, W J (2001). Human Embryology (3rd ed.). Elsevier. pp. 170–190
  16. CA R L S O N B . M ., Human Embriology and Developmental Biology, Mosby, St. Louis, 1994
  17. MO O R E K . L ., PE R S A U D T . V . N ., The Developing Human 6ª ed., WB Saunders Company, Filadelfia, 1998
  18. Tavian M1, Péault B.: “Embryonic development of the human hematopoietic system”. Int J Dev Biol. 2005;49(2-3):243-50.
  19. Peault B1, Tavian M.: “Hematopoietic stem cell emergence in the human embryo and fetus”. Ann N Y Acad Sci. 2003 May;996:132-40.
  20. Dieterlen-Lièvre F1, Godin IPardanaud LWhere do hematopoietic stem cells come from?   Int Arch Allergy Immunol. 1997 Jan;112(1):3-8.
  21. Tavian M1, Zheng BOberlin ECrisan MSun BHuard JPeault B.: “The vascular wall as a source of stem cells”. Ann N Y Acad Sci. 2005 Jun;1044:41-50.
  22. Tavian M1, Robin CCoulombel LPéault B.   The human embryo, but not its yolk sac, generates lympho-myeloid stem cells: mapping multipotent hematopoietic cell fate in intraembryonic mesoderm. Immunity. 2001 Sep;15(3):487-95.
  23. Bollerot K1, Pouget CJaffredo T.: “The embryonic origins of hematopoietic stem cells: a tale of hemangioblast and hemogenic endothelium”. APMIS. 2005 Nov-Dec;113(11-12):790-803.
Embriologia, Gravidanza

Villocentesi

La villocentesi e l’amniocentesi sono le due tecniche invasive di prelievo di liquido amniotico (LA) che vengono utilizzate con successo da circa 30 anni, sia per la diagnosi delle anomalie cromosomiche, attraverso l’analisi del cariotipo delle cellule fetali, che per la diagnosi delle malattie monogeniche, mediante lo studio del DNA estratto dalle cellule fetali. La villocentesi viene eseguita, intorno all’11a-13a settimana, invece l’amniocentesi si effettua dalla 15a alla 20a w di gestazione.

La villocentesi (CVS) è stata sviluppata come strumento di diagnosi prenatale per la prima volta nel 1983 (1) ed ha rappresentato una grande innovazione poiché può essere eseguita in epoca gestazionale precoce rispetto all’amniocentesi.

Questo esame viene eseguito intorno alla 11-13a w di gravidanza e consiste nel prelievo ecoguidato, per via transaddominale (preferita dagli operatori italiani) o transcervicale, di tessuto trofoblastico (villi coriali) proveniente dal corion frondosum.
L’anticipazione dell’epoca del prelievo e la precocità della diagnosi, rendono la villocentesi la tecnica di elezione per lo studio delle aneuploidie vive e delle patologie monogeniche nelle donne con rischio elevato. Consente di diagnosticare eventuali anomalie cromosomiche del feto, malattie genetiche (talassemia Alfa e Beta, emofilia A e B, fibrosi cistica ecc.), nonché di stabilire su richiesta la paternità del feto.

Il tessuto acquisito è composto da tre tipi di cellule: citotrofoblasti, sinciziotrofoblasti e cellule del mesenchima. I citotrofoblasti sono cellule in mitosi spontanea che possono essere utilizzate per l’analisi citogenetica diretta (coltura a breve termine); al contrario, le cellule mesenchimali vengono utilizzate per allestire le classiche colture a lungo termine. L’impiego combinato dei preparati diretti e delle colture a lungo termine, consente di aumentare l’informatività diagnostica di questo esame poiché prende in esame due popolazioni cellulari aventi diversa origine embrionale. Inoltre, questo approccio aiuta a risolvere uno dei principali problemi che si riscontra durante le indagini citogenetiche eseguite su villi coriali, ovvero la presenza di mosaicismi che potrebbero inficiare l’esito della diagnosi prenatale (2).

Complicanze della CVS: come per l’amniocentesi, il rischio di aborto legato all’invasività di questa procedura diagnostica è valutata, secondo l’American College of Obstetricians and Gynecologists (ACOG), intorno all’1-2% da sommarsi alla percentuale di rischio di aborto spontaneo relativo all’epoca di esecuzione dell’esame (3). Ulteriori complicazioni sono l’alloimmunizzazione Rh in gravide Rh negative con partner Rh positivo, il rischio di malformazioni fetali a carico degli arti e del viso fetali, perdita completa del liquido amniotico, corionamnioniti, parto pre-termine.

Il prelievo dei villi coriali può presentare problematiche di campione inadeguato e contaminazione materna, dovuta al prelievo di cellule della decidua materna insieme a quelle del trofoblasto fetale. Per questo motivo, prima che il campione venga processato, è opportuno eseguire una attenta dissezione del tessuto al microscopio ottico al fine di eliminare l’eventuale frazione materna.

Le complicanze sono più frequenti in caso di:

  • Gravidanza <7 w oppure >13 w
  • Infezione vaginale e/o cervicale

La presenza di un rischio di complicanze ha orientato l’utilizzo della diagnostica prenatale su precise indicazioni cliniche.

Indicazioni della CVS: Le attuali linee guida per i test genetici suddividono le indicazioni per la diagnosi prenatale in due grandi categorie:

1) presenza di un rischio procreativo prevedibile a priori:
 età materna avanzata (>35 anni);
 genitore portatore di anomalie cromosomiche strutturali;
 genitori portatori di mutazioni geniche;

2) presenza di un rischio fetale resosi evidente nel corso della gestazione:

 malformazioni evidenziate all’esame ecografico;
 malattie infettive insorte in gravidanza;
 positività dei test biochimici per anomalie cromosomiche;
 familiarità per patologie genetiche.

 probabilità >1/250 che il feto sia affetto da Sindrome di Down (o alcune altre aneuploidie) sulla base dei parametri biochimici (bi-test) valutati su sangue materno o ecografici (translucenza nucale e osso nasale).

Precauzioni: dopo il prelievo riposo per due giorni, per una settimana evitare sforzi e per un paio di settimane astenersi dai rapporti sessuali.

Bibliografia:

  1. Brambati B, Simoni G. Diagnosis of fetal trisomy 21 in first Trimester. Lancet 1983 Mar 12;1:586.
  2. Goldberg JD, Wohlferd MM. Incidence and outcome of chromosomal mosaicism found at the time of chorionic villus sampling. Am J Obstet Gynecol 1997; 176:1349-52.
  3. Ogilvie C.  and Ranjit Akolekar: “Pregnancy Loss Following Amniocentesis or CVS Sampling—Time for a Reassessment of Risk”. J. Clin. Med. 2014, 3(3), 741-746
Anatomia, Embriologia, PMA

Blastocisti

Zigote

La fecondazione dell’ovocita produce una cellula diploide dotata di due serie di cromosomi aploidi che fondendosi generano una sola cellula diploide detta zigote. Lo sviluppo embrionale, dopo la fecondazione e la formazione dello zigote,  si suddivide in  tre fasi principali: la segmentazione, la gastrulazione e l’organogenesi. Si conoscono due tipi principali di segmentazione: totale e parziale. La segmentazione totale, o oloblastica, coinvolge tutta la cellula dello zigote mentre la segmentazione parziale, o meroblastica, coinvolge solo una parte della cellula zigotica. Il processo oloblastico inizia, generalmente, con la divisione del nucleo (cariodieresi), al quale segue la divisione del citoplasma (citodieresi). Dopo la prima divisione si sono formate due cellule, chiamate blastomeri. I blastomeri, dopo un periodo variabile, iniziano nuovamente a dividersi con una crescita esponenziale dei blastomeri (segmentazione esponenziale) e la trasformazione in  morula (embrione a 12-16 cellule o blastomeri) al 3-5° giorno dalla fecondazione, e, successivamente, di una blastula dal 5-7° giorno dalla fecondazione. Questo processo è  sotto il controllo dell’RNA ovocitario.

La blastocisti corrisponde al periodo in cui il genoma embrionale risulta completamente attivato. Essa, dall’esterno all’interno, è costituita da trofoblasto ed embrioblasto. Il trofoblasto, responsabile della secrezione liquida interna che formerà il blastocele o cavità della blastocisti, è a sua volta suddivisibile in due strati  cellulari: esternamente il sinciziotrofoblasto  che darà origine ai villi coriali e, internamente ad esso, il citotrofoblasto che circonda il blastocele. Sotto il citotrofoblasto si ritrova l’embrioblasto (inner cell mass) collegato dal peduncolo embrionale, che successivamente diverrà il cordone ombelicale.  La blastocisti corrisponde all’epoca in cui si verifica l’annidamento dell’embrione nella mucosa dell’endometrio (1).

La blastocisti matura, completamente espansa,  “rompe”, attraverso l’azione di enzimi litici, lo strato di glicoproteine della zona pellucida che ancora la circonda e abbandona il suo involucro protettivo che aveva sinora rivestito l’embrione. Tale fenomeno, chiamato “hatching”, è indispensabile perché possano avvenire l’apposizione e l’adesione embrionale all’endometrio, il processo di impianto (6°-7° giorno). Nelle culture in vitro utilizzate nei programmi FIV/ICSI  solo 1 embrione su 5 (20%) riesce a raggiungere lo stadio di blastocisti. L’impiego delle blastocisti per embryo-transfer nelle tecniche di fecondazione in vitro sembra vantaggioso perché può garantire una migliore sincronizzazione tra lo stadio di sviluppo embrionario e l’endometrio maturato sotto l’azione del progesterone e dopo adeguato priming estrogenico. L’endometrio presenterà iperplasia delle ghiandole endometriali e dell’epitelio endometriali. Queste ultime inoltre acquistano piccole protrusioni citoplasmatiche che catturano il fluido endometriale ricco di glicidi e fattori di crescita che servirà da nutrimento per l’embrione e anche da “collante” per favorire il processo di apposizione dell’embrione.  L’aumento del fluido intracavitario contribuisce meccanicamente al processo di apposizione embrionale spingendo l’embrione contro le pareti endometriali (7,8).

La finestra temporale di impianto autolimitata (implantation window) “gold standard” è al 22-23° giorno del ciclo, 6-7 giorni dopo il picco di LH o iniezione di HCG. Gli embrioni a 2-4 cellule  nel programma FIV/ICSI invece vengono trasferiti al 16-17° giorno del ciclo e per di più in un ambiente iperestrogenico (7). A quest’epoca, in un ciclo gravidico spontaneo,   gli embrioni a 2-8 cellule (morule) si ritrovano non in utero ma ancora nel tragitto tubarico. Durante una gravidanza spontanea e gli embrioni raggiungono la cavità endometriale allo stadio di blastocisti e iniziano il processo di apposizione dopo l’hatching.    La zona pellucida possiede alcuni antigeni HLA e quindi agisce come una barriera immunologica in relazione all’organismo materno. Un altro ruolo importante della ZP è la prevenzione di una impianto prematuro dell’embrione nel tragitto tubarico.

Gli embrioni trasferiti allo stadio di blastocisti, sono di qualità superiore e con migliore outcome di impianto, in quanto sono embrioni con buone potenzialità evolutive. Il trasferimento ritardato degli embrioni riduce il rischio di una loro espulsione, subito dopo il transfer, grazie ai più elevati livelli di progesterone presenti in questo periodo della fase post-ovulatoria. Infine non meno importante è il particolare che il transfer di blastocisti riduce significativamente il rischio di gravidanze multiple ma non completamente perché nelle primissime fasi di sviluppo la blastocisti può dividersi in monozigoti gemellari identici. Ed è opinione corrente che ci sia un aumentato rischio di scissione dopo le blastocisti sottoposte a transfer. Questa scelta è possibile solo quando si ha a che fare con donne giovani (<29 anni) e si hanno un gran numero di ovociti ed embrioni per cui si può prolungare la coltura in vitro ai fini di ottenere una blastocisti bene espansa (3,4).

Le percentuali di gravidanza con il transfer di blastocisti high-scoring sono superiori al trasferimento di embrioni a 2-4 cellule: 40% vs. 25% per le donne <35 anni di età e  25% vs 12% per le pz. di 40-42 anni (2,11-20).

Se si hanno pochi ovociti e pochi embrioni, è preferibile effettuare l’E-T non oltre il 3° giorno dal pick-up perchè non esiste nessun incubatore o medium di coltura migliore dell’utero materno. Inoltre se si opta per il trasferimento di blastocisti, non si possono utilizzare tutti gli embrioni che si sviluppano allo stadio di blastocisti e bisogna ricorrere al congelamento che offre risultati molto scadenti rispetto al congelamento degli ovociti (5,21,22).

Grading della blastocisti (sec. i criteri di Gardner): Gardner utilizza 3 parametri fondamentali per valutare la qualità della blastocisti: lo svluppo cellulare e lo stato di Hatching, la qualità dell’embrioblasto (Inner Cell Mass, ICM), la qualità del trofoectoderma (6,9,10). Ovviamente le blastocisti di migliore qualità e outcome gravidico sono quelle classificate come 4AA

 

 

 

 

 

La blastula, mediante invaginazione, si trasforma in gastrula.

Bibliografia:

  1. N. Schrode, P. Xenopoulos, A. Piliszek, S. Frankenberg, B. Plusa, A. K. Hadjantonakis: Anatomy of a blastocyst: cell behaviors driving cell fate choice and morphogenesis in the early mouse embryo. In: Genesis (New York, N.Y. : 2000).Band 51, Nummer 4, April 2013, S. 219–233
  2. Gardner DK1Lane MStevens JSchlenker TSchoolcraft WBBlastocyst score affects implantation and pregnancy outcome: towards a single blastocyst transfer. Fertil Steril. 2000 Jun;73(6):1155-8.
  3. R. S. KIRBY, M. POTTS & I. B. WILSON: “On the orientation of the implanting blastocyst”. Embryol. exp. Morph. Vol. 17, 3, pp. 527-32, June 1967 527
  4. Richard P. Dickey and Roman Pyrzak: “Extraordinary implantation rates with fresh blastocyst transfer: better culture conditions or selection of the best patients?”.  Human Reproduction Vol 14,8:2178-79
  5. Paweł Kuć (2012). Optimal Environment for the Implantation of Human Embryo, The Human Embryo, Dr.Shigehito Yamada (Ed.),
  6. David K GardnerMichelle Lane, John Stevens, Terry Schlenker, William B Schoolcraft:: “Blastocyst score affects implantation and pregnancy outcome: towards a single blastocyst transfer”. 2000;73,6.1155-58.
  7. Carlos SimonFrancisco Domínguez ,  Diana ValbuenaAntonio PellicerThe role of estrogen in uterine receptivity and blastocyst implantation.  Trend in Endocrinol & Metab Volume 14, Issue 5, p197–199, July 2003 
  8. Justyna Filant and Thomas E. Spencer:Endometrial Glands are Essential for Blastocyst Implantation and Decidualization in the Mouse Uterus”. BOR Papers in Press. Published on February 13, 2013 as DOI:10.1095/biolreprod.113.107631
  9. Gardner DK, Surrey E, Minjarrez D, Leitz A, Stevens J, Schoolcraft WB: Single blastocyst transfer: a prospective randomized trial. Fertil Steril 2004, 81:551-555.
  10. Yang Z, Liu J, Collins G, Salem S, Liu X, S-Lyle S, Peck A, Sill ES, Salem R: Selection of single blastocysts for fresh transfer via stand morphology assessment alone and with array CGH for good prognosis IVF patients: results from a randomized pilot study. Mol Cytogenet 2012, 5:24.
  11. Munné S, Chen S, Colls P, Garrisi J, Zheng X, Cekleniak N, Lenzi M, Hughes P, Fischer J, Garrisi M, Tomkin G, Cohen J: Maternal age, morphology, development and chromosome abnormalities in over 6000 cleavage-stage embryos. Reprod Biomed Online 2007, 14:628-634.
  12. Staessen C, Platteau P, Van Assche E, Michiels A, Tournaye H, Camus M, Devroey P, Liebaers I, Van Steirteghem A: Comparison of blastocyst transfer with or without preimplantation genetic diagnosis for aneuploidy screening in couples with advanced maternal age: a prospective randomized controlled trial. Hum Reprod 2004, 19:2849-2858.
  13. Hellani A, Abu-Amero K, Azouri J, El-Akoum S: Successful pregnancies after application of array-comparative genomic hybridization in PGS-aneuploidy screening. Reprod Biomed Online 2008, 17:814-817
  14. Fishel S, Gordon A, Lynch C, Ndukwe G, Kelada E, Thomton S, Jenner L, Cater E, Brown A, Garcia-Bernardo J: Live birth after polar body array comprehensive genomic hybridization prediction of embryo ploidy – the future of IVF.  Fertil Steril 2010, 93:1006.e7-1006.e10
  15. Yang Z, Salem S, Salem-Lyle S, Bayrak A, Salem RD: Trophectoderm cells derived from blastocyst biopsy are suitable for array CGH analysis of 24 chromosomes. Fertil Steril 2011, 95(Suppl 4):S23
  16. Grifo JA, Hodes-Wertz B, Lee H-L, Amperloquio E, Clark-Williams M, Adler A: Single thawed euploid embryo transfer improves IVF pregnancy, miscarriage, and multiple gestation outcomes and has similar implantation rates as egg donation. J Assist Reprod Genet 2013, 30:259-264.
  17. Schoolcraft WB, Treff NR, Stevens JM, Ferry K, Katz-Jaffe M, Scott R Jr: Live birth outcome with trophectoderm biopsy, blastocyst vitrification, and single-nucleotide polymorphism microarray-based comprehensive chromosome screening in infertile patients. Fert Steril 2011, 96:638-640.
  18. Forman EJ, Tao X, Ferry KM, Taylor D, Treff NR, Scott R Jr: Single embryo transfer with comprehensive chromosome screening results in improved ongoing pregnancy rates and decreased miscarriage rates. Hum Reprod 2012, 27:1217-1222.
  19. Kuwayama M, Vajta G, Iada S, Kato O: Comparison of open and closed methods for vitrification of human embryos and the elimination of potential contamination. Reprod Biomed Online 2005, 11:608-614.
  20. deMouzon J, Goossens V, Bhattacharya S, Castilla JA, Ferraretti AP, Korsak V, Kupka M, Nygren KG, Andersen AN: Assisted reproductive technology in Europe, 2006: results generated from European registers by ESHRE. Hum Reprod 2010, 25:1851-1862.
  21. deMouzon J, Goossens V, Bhattacharya S, Castilla JA, Ferraretti AP, Korsak V, Kupka M, Nygren KG, Nyboe Andersen A: Assisted reproductive technology in Europe, 2007: results generated from European registers by ESHRE. Hum Reprod 2012, 27:954-966.
  22. Zhu D, Zhang J, Cao S, Zhang J, Heng BC, Huang M, Ling X, Duan T, Tong GQ: Vitrified-warmed blastocyst transfer cycles yield higher pregnancy and implantation rates compared with fresh blastocyst transfer cycles–time for a new embryo transfer strategy? Fertil Steril 2011, 95:1691-1695
Embriologia

gastrula

La gastrulazione (dal greco gaster, stomaco) é una tipica fase di maturazione embrionale, successiva alla blastula, consistente in movimenti e differenziazioni dei tre foglietti embrionali  primari (ectoderma, mesoderma ed endoderma). Si delinea dal 14-15° giorno, secondo varie modalità: invaginazione (o embolia), immigrazione, epibolia, e delaminazione (1-3). 

La blastula si trasforma in gastrula, al 14-15° giorno dalla fecondazione,  mediante invaginazione dell’ectoderma. Inizialmente l’introflessione forma,sulla superficie della blastula, un solco detto linea primitiva. In questa formazione si notano la fossetta primitiva, una depressione terminale della linea, sormontata da un rilievo  detto nodo primitivo o di Hensen.
La linea primitiva si allunga e si approfondisce formando la gastrula a 2 strati cellulari; uno esterno o ectoderma ed uno interno o endoderma che si interpone fra epiblasto e ipoblasto. La cavità racchiusa fra i 2 strati è detta archenteron e la sua apertura blastoporo che darà origine all’ano. Dall’endoderma origina il mesoderma che si interpone fra gli altri due foglietti embrionali; si forma così la gastrula a tre strati (6,7). Quindi due nuove popolazioni cellulari vengono formate dalla migrazione delle cellule dell’ectoderma: l’endoderma e il mesoderma e tutti e tre derivano dall’epiblasto.
Sotto lo strato dorsale dell’ectoderma il mesoderma forma un cordone cellulare che prende il nome di notocorda la cui formazione si completa  al 19° giorno. La notocorda costituisce un asse rigido attorno a cui si sviluppa l’embrione; inoltre partecipa allo sviluppo del mesoderma parassiale e definisce l’asse intorno a cui si sviluppano i corpi vertebrali. Infine, la notocorda induce il differenziamento dell’ectoderma in neuroectoderma (processo di neurulazione).
Bibliografia:
  1. Forgács, G. & Newman, Stuart A. (2005). “Cleavage and blastula formation”. Biological physics of the developing embryo. Cambridge University Press. p. 27. ISBN 978-0-521-78337-8.
  2. Sadler, T.W.; Langman, Jan (2012) [1st. Pub. 2001]. “Chapter 3: Primera semana del desarrollo: de la ovulación a la implantación”. In Seigafuse, sonya. Langman, Embriología médica. Lippincott Williams & Wilkins, Wolters Kluwer. pp. 29–42.
  3. Carlson, Bruce M. (1999) [1t. Pub. 1997]. “Chapter 4: Formation of germ layers and initial derivatives”. Human Embryology & Developmental Biology. Mosby, Inc. pp. 62–68. ISBN 0-8151-1458-3.
  4. Keller R, Clark WH Jr, Griffin F, eds. 1991. Gastrulation. Movements, Patterns, and Molecules. New York/London: Plenum
  5. Keller R, Davidson LA. 2004. Cell movements of gastrulation. See Stern 2004b, pp. 291–304
Embriologia

Celoma

Il celoma è una cavità che alla 4a settimana di gestazione si forma tra gli strati del mesoderma laterale alla linea primitiva. Ha una funzione essenzialmente idrostatica. Si distingue in celoma intraembrionario e celoma extraembrionale. Il primo si forma nello spazio fra la splancnopleura e la somatopleura. Questo spazio darà luogo alla cavità toracica e peritoneale.

Le due cavità sono fra loro comunicanti ma in seguito si avrà la separazione con la chiusura della parete ventrale dell’addome a livello dell’ombelico. Il celoma extraembrionario si oblitera precocemente in seguito allo sviluppo della cavità amniotica, la cui superficie esterna giunge a contatto con la superficie interna del corion. Il celoma  intraembrionario viene suddiviso da sepimenti membranosi in quattro cavità: le due cavità pleuriche, la cavità pericardica e la cavità peritoneale (1-3).

Il celoma addominale si estende inizialmente nel funicolo ombelicale (come un’ernia ombelicale), ma regredisce verso la decima settimana, quando l’ansa dell’intestino medio, completata la sua rotazione, ritorna nella cavità addominale (4).

Bibliografia:

  1. Schoenwolf GC, Bleyl SB, Brauer PR, Francis-West PH. Larsen’s human embryology. 4th ed. Philadelphia: Churchill & Livingston; 2008.
  2. Moore KL, Persaud TVN. Embriologia clínica. 8a ed. Rio de Janeiro (RJ): Elsevier; 2008.
  3. Moore KL, Persaud TVN. The developing human: clinically oriented embryology. 7th ed. Philadelphia: WB Saunders; 2003.
  4. Moore KL, Persaud TVN, Shiota K. Atlas colorido de embriologia clínica. 2a ed. Rio de Janeiro (RJ): Guanabara Koogan; 2002.
Embriologia

Uraco

Uraco (dal gr. οὐραχός,  ”uretere del feto”) è un dotto che nell’embrione collega la vescica con l’ombelico. E’ un residuo di due strutture embionali: cloaca e allantoide. L’uraco è lungo dai 3 ai 10 cm con diametro dagli 8 ai 10 mm. E’ composto da tutti e tre gli strati propri della vescica, di cui il più interno è l’epitelio (70% epitelio di transizione, 30% epitelio colonnare), il medio è la sottomucosa e il più esterno lo strato muscolare, che è in continuità con il muscolo detrusore vescicale.

Normalmente dopo la 5a settimana di vita intrauterina l’uraco regredisce trasformandosi in un cordone fibroso (lig. vescico-ombelicale medio) che parte dall’l’apice della vescica e giunge all’ombelico fissandosi alla fascia trasversale dell’addome insieme alle due arterie ombelicali obliterate (o ligamenti vescico-ombelicali laterali) poste ai due lati dell’uraco (lamina vescicale anteriore o aponeurosi ombelico-vescicale) subito dietro la faccia posteriore del peritoneo parietale anteriore. L’uraco e le aa. ombelicali si dipartono dal margine inferiore della cicatrice ombelicale e si inseriscono: l’uraco sull’apice della vescia, le aa. ombelicali sulle facce laterali della vescica dove si continuano con la porzione rimasta pervia delle aa. ombelicali.

Ma possono verificarsi situazioni di mancata involuzione fibrosa dell’uraco.

  • fistola vescico-ombelicale: mancata involuzione fibrosa totale (50% dei casi): per lo più è congenita e si verifica per una alterazione del processo di discesa della vescica, anche se talora è dovuta ad una ostruzione a livello uretrale con conseguente reflusso urinario  e mantenimento della pervietà del dotto. L’anomalia si riconosce facilmente nel neonato e trova conferma con la fistolografia  e ancor meglio con  la CUM (Cisto Uretrografia Minzionale) diagnostica “gold standard” per lo studio del reflusso vescico-uretrale. La presenza di ombelico umido nel neonato deve far pensare, oltre all’uraco pervio, anche ad infezioni del residuo di cordone o ad una fistola entero-ombelicale.
  • Cisti dell’uraco: si presenta nel 30% dei casi.   Può formarsi per assenza di obliterazione  nel tratto inferiore.  La minima connessione con l’ambiente vescicale può facilitare la comparsa di infezioni: la stessa cisti può infettarsi per via ematogena; raramente può rompersi in peritoneo provocando una peritonite. L’ecografia e la TAC permettono di diagnosticare facilmente questa anomalia.
  • Seno uracale: (15% dei casi),  Cavità a fondo cieco che si apre, talora, a livello dell’ombelico con secrezione ombelicale di materiale siero-purulento. All’ecografia si nota una formazione tubulare che origina dall’ombelico. La fistolografia offre una possibilità diagnostica con buoni risultati, basso costo e ottima compliance della paziente.
  • Cisti semplici o settate del ligamento vescico-ombelicale. Solitamente le cisti sono piccole ed asintomatiche; però quando sono particolarmente voluminose, esse possono dare dolenzia ai quadranti inferiori, alterazioni minzionali, o essere palpabili. In caso di infezione si riscontrano i 4 classici segni di flogosi (calor, dolor, rubor e tumor). All’eplorazione USG le cisti appaiono come immagini ipo-anecogene tubulari presenti nel tragitto vescico-ombelicale. La RMN permette di differenziare una massa benigna (cisti) da una maligna, anche se nel dubbio la biopsia o l’asportazione chirurgica sono dirimenti. (1). 

La terapia di questa anomalia prevede la chiusura del tramite (anche per via endoscopica) con rimozione dell’eventuale ostruzione.

L’importanza clinica della persistenza dell’uraco è, come per tutti i tessuti eteroplastici,  la possibile trasformazione neoplastica. Tali tumori sono solitamente silenti per la loro posizione extra peritoneale e quindi i pazienti possono arrivare alla diagnosi presentando un’estesa invasione locale o metastatica.

Le cisti invece spesso sono asintomatiche se di piccole dimensioni. se di dimensioni notevoli possono dare disturbi da compressione, doloria addominali, urege incontinence. Raramente possono rompersi e provocare una peritonite.

Il diverticolo uracale, raro, si forma in genere in casi di ostruzione uretrale fetale e neonatale e nella sindrome di Prune-Belly. All’esame USG si evidenzierà come una formazione anecogena rotondeggiante situata in prossimità della parete superiore della vescica. La TAC con m.d.c. confermerà la diagnosi.

Se asintomatico il diverticolo non necessita di terapia. In caso di infezioni ripetute, lo si dovrà asportare chirurgicamente.

References:

1.  Nimmonrat A, Na-ChiangMai W, Muttarak M: ”Urachal abnormalities: clinical and imaging features”. Singapore Med J 2008; 49(11): 930-935

 

Anatomia, Embriologia

embriologia apparato genitale femminile

EMBRIOLOGIA DELL’APPARATO GENITALE FEMMINILE

L’apparato uro-genitale deriva da un abbozzo mesodermale pari della gastrula: il nefrotomo o corda nefrogena.  Dal nefrotomo  originano:

1)  pronefro, ubicato nel tratto cervicale dell’embrione;

2)  mesonefro o corpo di Wolff, ubicato nel tratto toraco-lombare;

3)  metanefro o rene definitivo che si trova nel tratto più caudale dell’embrione.

Il pronefro è costituito da circa 7 paia di canalicoli ricurvi, a convessità mediale, associati ai somiti dal 7° al 14°. L’estremità distale di questi canalicoli si unisce con quella dei canalicoli successivi e forma un dotto collettore, dotto di Wolff, che raggiunge la cloaca, dove sbocca dopo averne perforato la parete.

Il mesonefro, o corpo di Wolff, si estende dal 9° somite (corrispondente al 6° segmento cervicale definitivo) fino al 26° somite (corrispondente al 4° segmento lombare). Esso compare verso la 3a settimana. di sviluppo embrionale (embrioni di 2,5 mm), raggiunge il massimo sviluppo fra la 4a e la 9a settimana, poi inizia un processo di regressione che si conclude verso la 16 a settimana.   Nel periodo del suo massimo sviluppo il mesonefro è costituito da circa 30 paia di tubuli ricurvi ad S, disposti trasversalmente; uno dei loro estremi si mette in relazione con un nodulo vascolare arterioso (glomerulo), l’altro si apre nel dotto di Wolff, denominato anche per tale motivo dotto del mesonefro. A differenza dei tubuli del pronefro, quelli del mesonefro non si aprono nel celoma; inoltre nel mesonefro il glomerulo è intero. Man mano che i tubuli nel mesonefro si sviluppano, lo spazio a loro disposizione nella parete del corpo embrionale diviene insufficiente; si forma così una cresta che sporge nel celoma ai due lati del mesentere dorsale, detta cresta urogenitale. Quasi contemporaneamente alla sua formazione (cioè in embrioni di 5 settimane e di lunghezza di 6 mm), detta cresta si suddivide longitudinalmente in una porzione più laterale o cresta mesonefrica, ed in una più mediale o cresta genitale costituita da una zona midollare ed una corticale. Le cellule germinali primordiali (protogoni) migrano, già dal 14° giorno di fecondazione,  dal mesoderma del sacco vitellino sulle creste genitali, penetrano in esse e formano i cordoni sessuali. 

Nel maschio i cordoni sessuali si formano soprattutto dalla proliferazione della midollare, mentre nella femmina prolifera soprattutto la corticale. Se l’embrione è geneticamente maschile, per l’influenza esercitata dal gene SRY presente sul braccio corto del cromosoma Y, i cordoni sessuali continuano a proliferare, si approfondiscono nella midollare e danno luogo ai tubuli seminiferi (1-3). Se invece l’embrione è geneticamente femminile, i cordoni sessuali si suddividono in una serie  di ammassi cellulari costituiti prevalentemente da cellule della granulosa che circondano le cellule germinali primordiali.

Sino a tutta l’8a settimana di vita embrionaria, i due sistemi dei dotti Wolffiani e mülleriani rimangono uguali sia nel sesso maschile che in quello femminile; solo dopo l’8a w, con l’inizio della differenziazione sessuale, uno dei due sistemi comincerà a subire fenomeni di involuzione.

Nella donna il mesonefro e il sistema dei dotti mesonefrici o dotti di Wolff subiscono un’involuzione quasi completa per cui nella donna adulta abitualmente si riscontrono solo alcuni residui di tale struttura; precisamente la porzione superiore del mesonefro dà origine all’epoophoron o corpo di Rosenmuller, la porzione intermedia dà origine al paraovario o dotto dell’epoophoron e nella sua porzione inferiore può dare origine a tratti più o meno lunghi del canale di Malpighi-Gartner.

Nel maschio, invece, l’involuzione delle strutture mesonefrotiche  è meno completa; il dotto di Wolff e parte dei tubuli mesonefrici si trasformano nei condotti genitali definitivi precisamente dai tubuli mesonefrici derivano i vasi  efferenti dell’epididimo e dal dotto do Wolff derivano il dotto dell’epididimo e il dotto deferente.

Il metanefro rappresenta l’abbozzo del rene definitivo. Esso deriva dalla porzione più caudale della corda nefrogena. Il sistema del canale di drenaggio (uretere, bacinetto renale, calici, dotti papillari e tubuli collettori e retti) deriva da un diverticolo della porzione terminale del dotto di Wolff; l’unità secretoria o nefrone deriva invece dai tessuti della corda nefrogena, in maniera simile a quella descritta per il mesonefro.  Però contrariamente a quanto si verifica nel mesonefro, ogni tubulo secretorio metanefrico sbocca separatamente in un tubulo collettore del sistema di drenaggio sopra citato.

Dotti di Muller: i dotti genitali della femmina derivano da un abbozzo autonomo, il sistema dei dotti  di Muller (dotti paramesonefrici), che compare verso la 6a settimana di sviluppo. I dotti di Muller si formano anche nel maschio ma vanno poi incontro a degenerazione verso la 12a sett. nella femmina invece evolvono progressivamente, dando origine alle salpingi, al fondo e corpo dell’utero, ed al 1/3 superiore della vagina. I dotti di Muller derivano da un solco che compare nell’embrione di 6 settimane (CRL 10 mm) sulla faccia laterale della porzione craniale di entrambe le creste urogenitali; il condotto vero e proprio si forma quasi subito: i bordi del solco iniziale procedono caudalmente, quindi si saldano trasformando il solco in un canale. Tale canale si prolunga poi in senso caudale per la progressione e la crescita della sua estremità a fondo cieco, decorrendo subito sotto l’epitelio celomatico e lateralmente al dotto di Wolff.

L’organogenesi vera e proprio dell’apparato genitale inizia quindi sul finire della sesta settimana dalla fecondazione (8a di amenorrea). La differenziazione della gonade primitiva in ovaio o testicolo è controllata geneticamente. Infatti è la presenza del cromosoma Y che determina il formarsi del testicolo, mentre la presenza di due cromosomi X determinano il formarsi delle ovaie.  L’abbozzo del testicolo è già evidente alla settima-ottava settimana, mentre è solo tra la undicesima e la diciassettesima w che l’ovaio è ben delineato. Per la formazione del testicolo occorre, come si è detto, la presenza del cromosoma Y e i geni che determinano lo sviluppo di questo tipo di gonade sembra che siano localizzati nella regione centromerica, forse nel braccio corto del cromosoma Y.

Antigene HY: Tra i fattori che inducono la formazione del testicolo è stata data anche importanza ad una proteina denominata antigene HY che si formerebbe sulla superficie cellulare a causa della presenza del cromosoma Y. Quando questa proteina viene incorporata nelle cellule della gonade primitiva si formerebbe il testicolo; in assenza di questo antigene (e cioè in assenza del cromosoma Y), come nel caso di cariotipo femminile normale lo sviluppo della gonade indifferenziata evolve verso l’ovaio.  La teoria dell’Histocompatibility-Y (antigene HY) è stata di recente criticata perchè non spiegherebbe come mai gli individui 45, X abbiano l’antigene in questione, per quanto a basso titolo. E’ stato perciò ipotizzato che la X contenga loci capaci di sopprimere l’HY oppure che il locus per l’HY non sia situato solo sulla Y, ma anche su un autosoma o anche sulla X.

Si deve tener presente che per formare due ovaie normali occorrono due cromosomi X, pure normali. Se esiste un solo cromosoma X (45,X) si formano due ovaie, ma si assiste poi alla rapida distruzione (atresia) di tutti i follicoli per cui ne risultano due gonadi disgenetiche rappresentate per lo più da una strisca di tessuto fibroso (“Streak gonad”).

L’abbozzo gonadale indifferenziato, è rivestito esternamente da un epitelio cubico (il cosiddetto epitelio superficiale dell’ovaio) e costituito internamente da un tessuto lasso, detto blastema, che in gran parte deriva dalla proliferazione delle cellule dell’epitelio superficiale che si approfondano nel mesenchima sottostante.  Solo nel corso della 7a sett. la gonade assume caratteri distintivi specifici nei due sessi.

Per quanto riguarda le cellule germinali esse verosimilmente derivano da alcuni elementi che si differenziano dalle cellule somatiche già prima che inizi la organogenesi dell’embrione. Queste cellule, dette cellule germinali primordiali, sono reperibili nel contesto dell’endoderma che riveste il sacco vitellino, caudalmente al disco embrionale. Le cellule germinali migrano in seguito verso l’embrione, lo raggiungono a livello della cloaca e proseguono la loro migrazione in senso caudo-craniale, lungo la parete dorsale dell’intestino primitivo ed il mesentere dorsale, fino a raggiungere la zona mesodermica dove si sta sviluppando la cresta genitale.  Molti sostengono che le cellule germinali primordiali sono le uniche progenitrici di tutte le cellule germinali definitive; non si esclude invece da parte di altri la possibilità che un certo numero di cellule germinali definitive derivi localmente per differenziazione dell’epitelio superficiale.

Nelle femmine durante la 7a  w, la gonade  riduce la sua base d’impianto fino a formare l’abbozzo del mesovario, ma non presenta significative variazioni nella struttura del blastema;  Nel corso dell’8a w di sviluppo il blastema indifferente della gonade femminile si differenzia in una zona compatta periferica o corticale primitiva, ed in una zona più lassa al centro, midollare primitiva. In ambedue le zone sono distinguibili numerosi piccoli ammassi di cellule blastematose (cordoni sessuali primari) che circondano una o più cellule germinali primitive dette, ora, ovogoni. Sempre a quest’epoca, infine, nella midollare primitiva si estende una propaggine di cellule derivate dai cordoni sessuali primari che invade parte del mesoovario e dà origine alla rete ovarii primitiva.

Nel corso del 3° e del 4° mese di sviluppo si verifica la ristrutturazione definitiva dell’ovaio. L’ovaio aumenta notevolmente di volume per la formazione della cosiddetta corticale definitiva (o corticale secondaria), che deriva dalla proliferazione di cellule della corticale primitiva il cui accentuato sviluppo caratterizza la formazione della gonade femminile, nonché dalla proliferazione di cellule dell’epitelio superficiale. Più tardi, verso il 6° mese, si formano dei sottili setti connettivali, a partenza dalla regione della rete ovarii, che suddividono la sostanza della corticale definitiva in tratti cordoniformi (cordoni o lobuli corticali). Questi setti connettivali, infine, si espandono alla periferia subito al di sotto dell’epitelio superficiale a formare uno strato sottile e continuo, detto tunica albuginea dell’ovaio.Contemporaneamente alla formazione della corticale secondaria si verifica la maturazione della midollare primitiva, che viene sostituita da uno stroma fibroso e vascolare che costituisce la midollare definitiva. Durante gli ultimi mesi della vita fetale nella corticale secondaria i lobuli cordoniformi già descritti si frammentano per la comparsa di numerosi setti connettivali che separano gruppetti di ovogoni e singoli ovociti gli uni dagli altri. Attorno a tali ovociti prima della 20a settimana si differenzia una capsula monostratificata di cellule epitelio simili e così si giunge alla formazione del follicolo primordiale.

Meiosi/mitosi: Gli ovogoni sono le cellule con 46 cromosomi (diploidi, euploidi) che si moltiplicano dividendosi mitoticamente. Verso la undicesima settimana taluni ovogoni cominciano a trasformarsi in ovociti primitivi perché in essi inizia il processo di meiosi, ma altri ovogoni continuano a moltiplicarsi per mitosi.  Si hanno, infatti, dapprima diverse divisioni di tipo mitotico, per mezzo delle quali il numero delle cellule germinali, valutato intorno a 700-1300 durante la migrazione, aumenta enormemente una volta raggiunta la struttura ovarica in via di formazione, fino a raggiungere il numero di circa 600.000 durante il secondo mese ed un massimo di circa 7 milioni verso il 5° mese di vita intrauterina. Dopo tale periodo il numero degli elementi germinali va incontro ad una notevole riduzione, sia per la cessazione delle mitosi negli ovogoni e sia per il determinarsi di processi di involuzione che colpiscono gli elementi germinali in vari stadi del loro sviluppo (atresia follicolare). Circa 5 milioni di cellule germinali sono eliminate così tra il 5° mese ed il termine della vita intrauterina e, dei 2 milioni di cellule restanti, oltre la metà mostra già segni di atresia. Alla nascita si contano circa 700.000-2.000.000 di follicoli primitivi. Al momento della pubertà gli ovociti  rimasti sono 100.000-300.000.

Il processo meiotico si divide in due stadi: Meiosi 1 (M1) e Meiosi 2 (M2). Nello stadio M1 si verifica la separazione dei cromatidi. A seconda dell’aspetto che assumono i cromosomi, il processo meiotico viene suddiviso in quattro diverse fasi denominate profase, metafase, anafase e telofase. A sua volta la profase della prima divisione meiotica si compone di cinque periodi:

leptotene: i cromosomi divengono visibili; precedentemente è avvenuta la replicazione del DNA, pertanto ogni cromosoma consiste di due cromatidi giustapposti;

zigotene: i cromosomi sono chiaramente individuabili all’interno del nucleo; quelli omologhi si avvicinano e si appaiono progressivamente, con un movimento che ricorda quello di una cerniera lampo;

pachitene: l’appaiamento dei cromosomi diviene ancora più intimo ed essi iniziano a scambiarsi reciprocamente alcuni tratti, mediante un fenomeno chiamato “crossing over”;

diplotene: i cromosomi omologhi tendono a separarsi, restando uniti solo in alcuni punti, detti chiasmi, dove i cromatidi sono disposti in modo tale da formare una X, e che corrispondono ai tratti in cui avviene lo scambio di materiale genetico;

diacinesi: i cromosomi appaiati tendono a migrare verso la periferia del nucleo.

Nel corso del periodo di diplotene il processo meiotico subisce nel feto femminile un arresto di durata molto lunga ed il passaggio al successivo periodo avviene dopo molti anni e cioè al momento della pubertà (4). 

Nel maschio, invece, la meiosi inizia solo dopo la pubertà,  e si verifica senza interruzione, in modo continuo.

Alla pubertà  gli ovociti primitivi riprendono progressivamente e ciclicamente, in occasione del processo ovulatorio, l’evoluzione della Ia  divisione meiotica interrotta allo stadio di diplotene della profase. Si riprende quindi con la metafase, in cui si osserva la rottura della membrana nucleare e la formazione del fuso, costituito da fasci di fibre proteiche orientate in senso longitudinale. I due centrioli vanno a collocarsi uno dalla parte di un polo e l’altro dalla parte del polo opposto della cellula, e su di essi convergono le fibre del fuso, che dal capo opposto si connettono con i centromeri dei cromosomi. A questo punto il centromero di ogni cromosoma  si sdoppia ed ogni centriolo trascina verso il proprio polo il cromatide corrispondente (anafase). Nella telofase i cromatidi giunti ai poli cellulari ripassano dallo stato di adden­samento a quello più diffuso. Alla fine della Ia meiosi avremo un ovocita maturo e un 1° globulo polare. 

Dopo l’ovulazione, se l’ovocita è penetrato dallo spermatozoo, avviene la seconda divisione meiotica che è essenzialmente uguale ad una divisione mitotica, con la differenza che il numero dei cromosomi è aploide.  per cui si formano due gameti (ovocita + 2° corpuscolo polare) contenenti 23 cromosomi ciascuno ma con notevole differenza di grandezza perchè l’ovocita secondario riceve quasi tutto il citoplasma presente nell’ovocita primario. La divisione citoplasmatica, non cromosomica,  è disuguale  per cui da un lato resta l’ovocita secondario, dall’altro viene espulso il 2° corpuscolo polare. Appena il 2° globulo polare viene espulso la maturazione dell’ovocita è completa e può completarsi il processo di fecondazione e formazione dell zigote  che apparirà dopo 12 ore. L’ovocita maturo ha un diametro di 80-100 micron, i globuli o corpuscoli polari hano un diametro di 10 micron. I globuli polari non sembrano assumere alcun ruolo nella fisiologia dell’ovulazione e della fertilizzazione ma il 1° corpuscolo polare costituisce un’ottima fonte di informazioni su  eventuali mutazioni cromosomiche e geniche presenti nel gamete femminile e che in parte ha sostituito la diagnosi pre-impianto dell’embrione (PGD). Infatti se la patologie.  Gli oociti ottenuti dopo Pick-Up vengono posti sotto un microscopio con micromanipolatore e raggio laser freddo. Il fascio laser colpendo tangenzialmente l’oocita nella zona pellucida produce un’apertura, attraverso la quale un microago aspira il 1° corpuscolo polare e lo depone in una provetta a pareti sottili (Thin Wall) dove verrà analizzato nel laboratorio di Biologia Molecolare.

la meiosi II, equazionale, post-fecondazione, divide il globulo polare primario in due globuli polari secondari e l’ovocita secondario in un ovotidio e un terzo globulo polare secondario. I globuli polari sono dei corpi degeneri, con poco citoplasma e pochi organuli. Vengono subito riassorbiti dalla mucosa.