Autore: DrCesaroni

Nessuna informazione fornita dall'autore

Scritto da DrCesaroni

Andrologia

Hamster test

Hits: 259

test in vitro che saggia la capacità che hanno gli spermatozoi di penetrare la membrana plasmatica (oolemma) e giungere nel citoplasma (ooplasma)  dell’ovocita; si usano  per questo test ovociti di criceto zona free cioè liberati dalla Zona Pellucida (ZP).

Leggi l’intero articolo

Anatomia, Andrologia, Sessualità, Spermiogramma

Apparato genitale maschile

Hits: 822

L’apparato genitale maschile può essere suddiviso schematicamente in:

  • organi genitali esterni : il pene e lo scroto;
  • organi genitali interni: i testicoli, gli epididimi, i vasi deferenti, le vescichette seminali, la prostata, i dotti eiaculatori, le ghiandole bulbo-uretrali di Cowper, l’uretra.

 

ORGANI GENITALI ESTERNI

Pene
Il pene costituisce l’organo deputato ad introdurre gli spermatozoi all’interno della vagina durante il rapporto sessuale. Il pene è formato anteriormente da una parte conoide o testa o glande e da una parte centrale cilindroide chiamata asta o corpo. Sul glande si trova l’apertura esterna dell’uretra dalla quale fuoriescono l’urina e lo sperma. La sua forma e consistenza si possono modificare durante l’erezione, fenomeno che interviene con lo stimolo sessuale, in seguito a stimolazioni nervose. Tale capacità si deve alla sua particolarità anatomica, costituita da tre strutture cilindriche essenzialmente costituite da da lacune vascolari racchiuse da lamine fibrose: il corpo spongioso e i due corpi cavernosi. Il corpo spongioso è localizzato posteriormente, circonda l’uretra e, a livello dell’apice del pene, va a formare il glande. Le due strutture laterali, chiamati corpi cavernosi, presentano centralmente un’arteria longitudinale, a. cavernosa, che, dividendosi in ramificazioni vascolari più piccole, si distribuisce a tutto il tessuto cavernoso. I corpi cavernosi, ma non il corpo spongioso, sono rivestiti da una spessa lamina fibrosa: la fascia vaginale. La lunghezza media del pene è di 8.8 cm in posizione flaccida e 12.9 cm in erezione. 

La tunica albuginea è una struttura costituita da fasci di fibre collagene disposti a formare sia uno strato interno, circolare, sottile, che circonda e si addentra nel tessuto cavernoso, sia uno strato esterno, longitudinale, incompleto, che si assottiglia notevolmente a livello ventrale, a ridosso della spongiosa uretrale. Lo spessore dell’albuginea è variabile con valori compresi fra i 2-3 mm nel pene flaccido e gli 0,5 mm durante l’erezione. Dallo strato profondo dell’albuginea originano i fasci che costituiscono il setto mediano e i pilastri intracavernosi, strutture di sostegno a disposizione radiata. Il parenchima dei corpi cavernosi è costituito da una rete di trabecole, composte da uno scheletro fibroso e da muscolatura liscia, che delimitano degli spazi intercomunicanti rivestiti da endotelio, detti caverne o lacune

Lo strato subalbugineo è costituito da piccole lacune scarsamente comunicanti fra loro, attraversate dal plesso venoso sottotunicale. I corpi cavernosi sono fusi sulla linea mediana, eccetto che nella porzione prossimale, dove si dividono per formare le radici affusolate, dette crura. Le crura sono ancorate fermamente da ciascun lato al periostio dei rami ischiatici e sono rivestite sulla loro superficie caudale dai muscoli striati ischio-cavernosi. Il corpo spongioso impari e mediano, è situato ventralmente, in uno spazio creato dai due corpi cavernosi, ed è attraversato dall’uretra. Nel suo tratto distale, il tessuto spongioso si espande nel glande. La base del glande aderisce alle estremità distali arrotondate dei corpi cavernosi. La porzione prossimale del glande è di diametro appena maggiore rispetto all’asta del pene e sporge posteriormente formando la corona. Il corpo spongioso è anch’esso costituito da tessuto muscolare liscio, ma in esso prevalgono le fibre elastiche. Diversamente dai corpi cavernosi, il corpo spongioso è rivestito solo da una sottile fascia, che ricopre il tessuto sinusoidale, costituita da fibre elastiche e cellule muscolari lisce.  Questa differenza fra albuginea dei corpi cavernosi e fascia del corpo spongioso è finalizzata, sia a limitare la rigidità peniena in erezione, che a permettere la pervietà del lume uretrale durante l’eiaculazione. Una differenza importante rispetto al tessuto cavernoso, è la presenza nel corpo spongioso delle ghiandole parauretrali, situate dorsalmente all’uretra per tutta la sua estensione nella spongiosa. Nel tratto prossimale il corpo spongioso si espande a formare il bulbo dell’uretra. Il bulbo dell’uretra si trova nello spazio perineale superficiale, a contatto con il diaframma urogenitale. Il muscolo bulbocavernoso, striato, ricopre il bulbo dell’uretra ed è responsabile con le sue contrazioni volontarie dell’espulsione dell’urina e dello sperma dal lume. 

La cute che ricopre il pene è sottile, mobile ed espandibile per favorire l’erezione; nella parte distale dell’asta, si ripiega su se stessa a formare il prepuzio, poi continua sotto forma di una lamina sottilissima e aderente che ricopre il glande. Una piccola piega secondaria di cute, il frenulo, ha origine sotto il meato uretrale esterno e si estende lungo il rafe mediano fino alla superficie interna del prepuzio. La fascia superficiale del pene (dartos) è una lamina sottile di tessuto connettivo con fibrocellule muscolari liscie e fibre elastiche. In essa decorrono le arterie peniene superficiali e la vena dorsale superficiale del pene. Al di sotto del dartos si trova uno strato connettivale sottile, la tunica sottofasciale, più prominente alla base del pene. Sotto di essa si trova la fascia peniena profonda (fascia di Buck), lamina sottile, resistente, che avvolge i due corpi cavernosi, aderendo saldamente all’albuginea e il corpo spongioso. La fascia di Buck avvolge anche la vena dorsale profonda, le arterie dorsali profonde  e i nervi dorsali.

Vascolarizzazione peniena

L’irrorazione arteriosa del pene trae origine dal ramo anteriore dell’arteria iliaca interna (a. ipogastrica), che si divide a formare l’arteria glutea inferiore e l’arteria pudenda interna. Quest’ultima origina a livello del grande forame ischiatico e penetra nel perineo attraverso il piccolo forame ischiatico; quindi raggiunge la fossa ischiorettale, attraverso il canale di Alcock, e diventa arteria peniena.

L’arteria pudenda passa attraverso il diaframma urogenitale, quindi si divide nei suoi quattro rami terminali: arteria bulbare, uretrale, dorsale e cavernosa.

L’arteria bulbare irrora il bulbo dell’uretra. L’arteria uretrale decorre longitudinalmente nel tessuto spongioso, fornendo rami al corpo spongioso, all’uretra ed al glande. L’arteria dorsale del pene passa sotto la fascia di Buck, medialmente rispetto ai due nervi dorsali e lateralmente rispetto alla vena dorsale profonda che si posiziona centralmente. Infine l’a. uretrale termina con piccoli rami elicoidali nel glande. Lungo il suo decorso, l’a. uretrale genera alcuni rami circonflessi che circondano i corpi cavernosi e lo spongioso. Dall’a. dorsale del pene si dipartono rami penetranti che attraversano l’albuginea e si suddividono in arterie elicine che si riversano negli spazi lacunari. L’arteria cavernosa penetra nel corpo spongioso alla base del pene e decorre fino all’apice in posizione centrale.

Esiste, tuttavia, un’ampia variabilità dell’anatomia vascolare peniena nei soggetti normali, come, ad esempio, l’origine monolaterale delle due aa. cavernose, l’assenza bilaterale delle aa. cavernose, l’ipoplasia unilaterale di un’arteria dorsale e l’origine aberrante delle arterie cavernose e delle bulbari, comunicazioni fra le cavernose dei due lati, tra le cavernose e le dorsali e tra le cavernose e corpo spongioso, cavernose soprannumerarie e le biforcazioni delle cavernose.

Esistono due categorie di vasi terminali: le arterie nutritizie, che  si risolvono in una rete capillare  (sinusoidi) e le arterie funzionali, che drenano direttamente nelle caverne (arterie elicine).

Le arterie nutritizie decorrono senza sinuosità verso la superficie dei corpi cavernosi, si dividono alcune volte, quindi diventano capillari sinusoidali. Sebbene questi capillari siano sparsi in tutto il tessuto cavernoso, essi appaiono maggiormente sviluppati vicino alla superficie dei corpi, in sede subalbuginea. La rete anastomotica generata da queste venule prende il nome di plesso venulare subalbugineo.

Dalle arterie cavernose originano ramificazioni di prim’ordine, le quali danno origine a loro volta a 3-8 arterie elicine propriamente dette. Il diametro del lume dei rami di primo ordine è del 25-60% inferiore a quello delle cavernose.  Le arterie elicine originanti dalle branche di prim’ordine immediatamente successive sovrappongono i loro territori di irrorazione. Metà delle branche di prim’ordine, dopo aver dato origine alle elicine, continuano il loro decorso e si connettono con il plesso venoso subalbugineo senza ulteriori ramificazioni. Questi “shunt vessels” tengono un decorso più o meno rettilineo.  Le arterie elicine, diversamente dagli “shunt vessels” hanno dei cuscinetti subendoteliali di fibrocellule muscolari lisce, che possono agire come sfinteri.

Le caverne formano una rete anastomizzata estesa a tutto il corpo cavernoso. Le lacune centrali sono ampie (0,5-1 mm a livello distale e 4-5 mm a livello prossimale), mentre quelle periferiche appaiono decisamente più ristrette (0,2 mm). Le venule drenanti i corpi cavernosi originano dovunque dalla superficie dei corpi cavernosi. Tali venule postcavernose (diametro 200 μ) procedono per 0,5-5 mm o più al di sotto della superficie dei seni periferici, ricevono venule dal plesso venoso subalbugineo e quindi si congiungono con altre per generare le vene emissarie (diametro 300-500 μ). Queste vene emissarie cambiano bruscamente il loro decorso penetrando perpendicolarmente nella tunica albuginea e si svuotano nelle vene circonflesse o direttamente nella vena dorsale profonda nei due terzi distali dei corpi cavernosi, e nelle vene cavernose nel terzo prossimale di essi. La vena dorsale profonda è in genere unica e si scarica nel plesso periprostatico di Santorini.

Schematicamente possiamo descrivere tre principali sistemi venosi drenanti il sangue del pene: i sistemi superficiale, intermedio e profondo:

  1. Il sistema superficiale, origina dalla cute del pene e dal tessuto sottocutaneo superficia¬le fino alla fascia di Buck e da luogo alla vena dorsale superficiale. Questa solitamente è un singolo vaso, ma può essere multipla o bifida. Generalmente sbocca in una vena grande safena, ma può svuotarsi nella femo¬rale o nella vena epigastrica inferiore.
  2. Il sistema intermedio è compreso tra la fascia di Buck e la tunica albuginea. Esso drena il glande, la parte distale del corpo spongioso ed i corpi cavernosi. Molte piccole vene rette convergono dal glande e dalla porzione ventrale del corpo spongioso in un plesso retrocoronale. La vena dorsale profonda del pene prende origine da questa convergenza. Essa scorre verso il pube nel solco dorsale compreso tra i corpi cavernosi. 
  3. Il sistema profondo drena la porzione prossimale del corpo spongioso ed una larga parte dei corpi cavernosi. Piccole vene bulbari prendono origine nel tratto prossimale del corpo spongioso e sboccano direttamente nelle vene peniene profonde (cavernose). Vene uretrali posteriori si uniscono alle vene bulbari o drenano direttamente nel plesso pudendo. Anche piccole vene emissarie dai corpi cavernosi sboccano nelle vene profonde. Vene crurali emergono dalla superficie perineale delle crura, decorrono lateralmente e sboccano direttamente nelle vene pudende interne.

 Innervazione

Il pene è provvisto di una ricchissima innervazione  di tipo simpatico (azione vasocostrittrice), parasimpatico (azione vasodilatatrice), sensitivo e motorio. Tutta l’innervazione peniena converge sul plesso ipogastrico inferiore (detto anche plesso pelvico), struttura a forma rettangolare, fenestrata, situata in un piano sagittale il cui punto  centrale  si  localizza  al  livello  dell’apice  delle  vescicole seminali.

L’innervazione ortosimpatica (azione vasocostrittrice) deriva dalla porzione toraco-lombare (T11-L2) del midollo spinale che partecipa al tronco simpatico. Quest’ultimo, decorrendo in sede retroperitoneale, raggiunge il plesso sacrale (o ipogastrico superiore),   al di sotto della biforcazione aortica, che si continua nel plesso ipogastrico medio e nel plesso ipogastrico inferiore (o plesso pelvico). Da qui fuoriescono i nervi ipogastrici che raggiungono i corpi cavernosi del pene. 

L’innervazione parasimpatica (azione vasodilatatrice) origina dalle radici ventrali sacrali S2-S3-S4 da cui  si dipartono i nervi erigendi, contigui ai vasi ipogastrici, i quali terminano nel plesso pelvico. Da tale plesso si sviluppano i nervi cavernosi, che, decorrendo postero-lateralmente alla prostata, raggiungono i corpi cavernosi. 

Le termina­zioni nervose sensitive, particolarmente abbon­danti in corrispondenza del glande e del frenulo del prepuzio, sono in massima parte corpuscolate (corpuscoli tattili di Meissner, corpuscoli ge­nitali di Krause, ecc.). Il controllo nervoso dell’erezione vede impegnati sia il sistema vegetativo (orto-e para-simpatico), che il sistema somatico (sensitivo e motorio). 

 L’innervazione somatica motoria del pene è legata al nervo dorsale del pene, ramo terminale del nervo pudendo (assieme al n. perineale che rappresenta la continuazione diretta del n. pudendo) che fornisce fibre  anche ai muscoli trasverso superficiale del perineo,  ischio-cavernosi e bulbo-cavernoso. Il n. pudendo è un nervo misto includendo, oltre alle fibre motorie, anche fibre parasimpatiche e sensitive. 

Scroto
Il sacco scrotale è una specie di sacchetto muscolo-cutaneo diviso da un setto fibroso centrale  in due compartimenti all’interno dei quali sono alloggiati i testicoli. Il sacco scrotale svolge un compito fondamentale nella termoregolazione dei testicoli, permettendo ad essi di mantenersi ad una temperatura costante di 35 °C circa.  La componente muscolare dello scroto consente allo scroto di distendersi al caldo o contrarsi al freddo o durante esercizi fisici.

Lo scroto è costituito da cute, sottocute e uno strato muscolare chiamato dartos:

  •  cute: ruvida, corrugata e pigmentata, è solcata centralmente, lungo la linea longitudinale mediana, da una lamina fibrosa detta rafe perineale, che si continua in alto sulla faccia inferiore del pene e all’indietro sul perineo (rafe perineale). La cute dello scroto possiede un’importante secrezione sebacea, che ha la funzione di richiamo sessuale e contribuisce ulteriormente al meccanismo della termoregolazione.
  • dartos: è una lamina fibro-muscolare, detta anche muscolo pellicciaio,  composta da un denso strato di tessuto muscolare liscio e fibre collagene ed elastiche che permettono l’ancoraggio dello scroto alla base del pene. Il dartos aderisce intimamente alla faccia profonda della cute dello scroto e  con la sua contrazione, o semplicemente con la sua tonicità, determina il pieghettamento della borsa scrotale e il suo aspetto rugoso. 
  • cremastere – È formato da fascetti muscolari che si trovano nel canale inguinale e nello scroto fra gli strati interni ed esterni della fascia spermatica, circondando i testicoli e il funicolo spermatico. È una estensione del muscolo obliquo interno addominale, si origina anche dal tubercolo pubico e dal legamento inguinale, per poi arrivare al funicolo spermatico. Il muscolo cremastere è innervato dal nervo genito-femorale che fornisce anche rami cutanei ai genitali esterni e alla zona cutanea antero-superiore della coscia. Il n. genito-femorale deriva dalle radici anteriori di  L1-L che confluiscono nel plesso lombare. Di qui il nervo genito-femorale discende in basso parallelamente all’uretere e lateralmente all’a. iliaca comune prima e all’a. iliaca esterna poi; a livello del ligamento inguinale si divide in n. femorale e n. genitale. Il ramo genitale è misto: motorio per il m. cremastere dove è responsabile del riflesso cremasterico e sensitivo per la cute dello scroto. Il ramo femorale origina a livello del ligamento inguinale, raggiunge il triangolo femorale di Scarpa, perfora la fascia cribrosa di Scarpa e va ad innervare la cute antero-superiore della coscia.  


ORGANI GENITALI INTERNI

 Testicoli

I testicoli sono organi ghiandolari, a forma di ovoide appiattito in senso trasversale, avvolti dalla tonaca albuginea,  alloggiati in una sacca cutanea chiamata borsa o sacca scrotale o semplicemente scroto. La posizione dei testicoli al di sotto del canale inguinale non è una situazione originale ma acquisita nel corso dello sviluppo infatti in epoca embrionale essi si sviluppano in addome, ai lati della colonna vertebrale; successivamente i testicoli si portano in basso verso il canale inguinale che attraversano per raggiungere la loro posizione definitiva. La mancata discesa dei testicoli comporta un’ectopia dei testicoli o criptorchidismo.   In genere il testicolo di sinistra discende più in basso rispetto al destro. Hanno  forma ovoidale, misurano 4x3x1,5 cm circa, pesano circa 30 grammi, consistenza parechimatosa. La tonaca albuginea è una membrana fibrosa  costituita da tessuto connettivo fibroso denso con fasci di fibre collagene ad andamento parallelo, resistente e inestensibile, spessa 0,5-1 mm, che ricopre direttamente il testicolo. In corrispondenza del terzo mediano posteriore presenta un notevole ispessimento detto mediastino testicolare o corpo di Higmoro che contiene la rete testis o rete di Haller. All’albuginea aderisce la tunica vaginale, membrana mesoteliale che deriva dal processo vaginale del peritoneo, che nel feto precede la discesa dei testicoli dall’addome nello scroto. Dopo la sua discesa, questa porzione di sacca, che si estende dall’anello inguinale addominale, si oblitera vicino alla parte superiore del testicolo, mentre la porzione inferiore rimane un sacco a fondo chiuso, che riveste la superficie del testicolo e si riflette nella superficie interna dello scroto. Il testicolo è costituto da differenti tipi di cellule, ciascuna dotata di una funzione specifica:

  • gli spermatogoni, cellule staminali precursori degli spermatozoi;
  • le cellule di Leydig, posizionate negli spazi intestiziali fra i tubuli seminiferi, sono responsabili della produzione degli androgeni: testosterone, androstenedione e deidroepiandrosterone sotto lo stimolo dell’ormone LH. L’ormone follicolo-stimolante (FSH) aumenta la risposta delle cellule di Leydig all’LH aumentando il numero di recettori per tale ormone.
  • le cellule di Sertoli, fanno parte del connettivo parietale tubulare, sono dotate di funzione trofica e sono determinanti per la maturazione degli spermatogoni a spermatozoi maturi (spermatogenesi).


Dalla faccia profonda dell’albuginea si dipartono dei setti convergenti verso l’interno del testicolo delimitando circa 300 logge. Ciascuna loggia ha forma piramidale, con la base volta verso la superficie esterna del testicolo e l’apice in corrispondenza del mediastino testicolare. Ciascuna loggia si suddivide in lobuli che contengono  i tubuli seminiferi contorti, le cui estremità si uniscono a formare i tubuli retti che sboccano nella rete testis. Dalla rete testis si dipartono circa 15-20 condottini efferenti che confluiscono a formare l’epididimo. I tubuli seminiferi contorti sono lunghi da 30 cm a 70 cm e occupano il poco spazio a loro disposizione grazie al loro andamento convoluto.

La parete dei tubuli seminiferi è costituita da epitelio pluriseriato detto epitelio germinativo che poggia su una lamina propria. L’epitelio germinativo comprende accanto alle cellule germinali in diverso stato differenziativo le cellule del Sertoli, che sono cellule di sostegno. Le cellule del Sertoli sono cellule di derivazione mesodermica non spermatogeniche che oltre a sostenere e a nutrire gli spermatozoi svolgono importanti funzioni endocrine. Si estendono per tutto lo spessore dell’epitelio con la base che poggia sulla membrana basale e l’apice verso il lume; l’apice presenta delle infossature entro cui sono contenute le teste degli spermatidi in via di sviluppo. Sono riconoscibili per il nucleo triangolare con nucleolo evidente e cromatina dispersa. Le cellule del Sertoli sono unite da complessi giunzionali, tight junctions, che suddividono l’epitelio germinativo in due compartimenti conosciuti come basale e come luminale. Le cellule del Sertoli mediano quindi gli scambi metabolici tra il compartimento luminale degli spermatidi quello sistemico costituendo una barriera ematotesticolare che isola gli spermatidi dal resto dell’organismo, proteggendoli dal sistema immunitario.

 Epididimi

Gli epididimi (dal greco επι sopra e διδυμοσ testicolo)  costituiscono un piccolo rilievo sulla parte superiore di ciascun testicolo. Si presentano come un tubo aggrovigliato; tale struttura funziona come luogo di accumulo e maturazione degli spermatozoi prodotti.

Deferente

Il dotto o vaso deferente è un condotto, lungo dai 40 ai 45 centimetri che collega gli epididimi ad altri organi; dopo aver percorso questo piccolo tubo gli spermatozoi si mescolano con altri liquidi prodotti sia dalle vescichette seminali che dalla prostata; si viene così a formare il liquido seminale.

Vescichette seminali
Queste piccole strutture si trovano posizionate poco sopra ed ai due lati della prostata. Si presentano come piccole tasche secernenti un liquido biancastro ricco di fruttosio. Questo liquido costituisce nutrimento per gli spermatozoi, aumentandone la motilità.

Prostata – La prostata è un organo ghiandolare,  impari e  mediano, situato nella  piccola  pelvi  fra  la  base  vescicale  ed il  diaframma urogenitale, dietro la sinfisi pubica e davanti all’ampolla rettale.  È  attraversata  a  pieno  spessore  dalla  prima  porzione dell’uretra  (uretra  prostatica)  dove  riversa  il  proprio  secreto durante l’eiaculazione. Ha forma a castagna con base superiore e apice  inferiore.  Dal  punto  di  vista  istologico  è  formata  da ghiandole tubulo-alveolari (otricolari) ramificate che per la loro posizione rispetto all’uretra e ai dotti eiaculatori, possono essere raggruppate in un lobo anteriore, lobo medio e due lobi laterali. 

Irrorazione prostatica: La  prostata  riceve  il  flusso  sanguigno  arterioso  dall’arteria vescicale  inferiore  che,  dopo  aver  fornito  piccoli  rami  alla porzione inferiore e posteriore delle vescicole seminali, alla base della vescica e alla prostata, termina con due voluminosi gruppi di vasi prostatici: gli uretrali e i capsulari. I vasi uretrali entrano nella  prostata  a  livello  della  giunzione  vescico-prostatica posterolaterale, assicurando l’apporto arterioso al collo vescicale e  alla  porzione  periuretrale  della  ghiandola.  I  rami  capsulari decorrono lungo  la  parete  pelvica,  nella  fascia  pelvica  laterale, in posizione  posterolaterale  rispetto alla  prostata,  danno  rami che  decorrono  centralmente  e  dorsalmente  per  irrorare  la porzione  periferica  della  ghiandola.  I  vasi  capsulari  terminano con  un  piccolo  plesso  che  irrora  il  pavimento  pelvico.  I vasi  capsulari,  sia  arteriosi  che  venosi  rappresentano  un  repere macroscopico  per  l’identificazione  dei  microscopici  rami  del plesso  pelvico  che  innervano  i  corpi  cavernosi.  Le  vene prostatiche  di  deflusso  costituiscono  il  plesso  di  Santorini.  La vena dorsale profonda fuoriesce dal pene sotto la fascia di Buck tra  i  corpi  cavernosi  e  penetra  nel  diaframma  urogenitale, dividendosi  in  tre  rami  principali: il  ramo  superficiale  e  i  due rami,  destro  e  sinistro,  che  formano  i  plessi  laterali.  Il  ramo superficiale, che decorre tra i legamenti puboprostatici, è situato in posizione  mediana  al  di  sopra  del  collo  vescicale  e  della prostata;  precocemente  visibile  negli  interventi  per  via retropubica,  possiede  rami  comunicanti  sia  con  la  parte superiore  della  vescica  che  con la  fascia  endopelvica.  Questo ramo  superficiale  si  trova  al  di  fuori  della  fascia  pelvica.  Il tronco  comune  e  i  plessi  venosi  laterali  sono  coperti  e  avvolti dalle  fasce  prostatica  ed endopelvica.  I  plessi  venosi  laterali decorrono posterolateralmente  e  sono  in  libera  comunicazione con il plesso pudendo, otturatorio e vescicale. Piccoli rami a lato dei  legamenti  puboprostatici  penetrano  frequentemente  nella parete  della  muscolatura  pelvica.  Questi  plessi  sono  in collegamento  con  altri  sistemi  venosi  così  da  formare  la  vena vescicale  inferiore,  affluente  della  vena  iliaca  interna.  La maggior  parte  dell’irrorazione  dei  corpi  cavernosi  deriva dall’arteria  pudenda  interna.  Bisogna  ricordare  che  le  arterie pudende  possono  originare  dall’arteria  otturatoria,  vescicale inferiore e vescicale superiore e, dato che questi rami aberranti decorrono lungo  la  porzione  inferiore  della  vescica  e  sulla superficie antero-laterale della prostata, possono essere sezionati durante  una  prostatectomia  radicale.  L’interruzione  di  questi vasi può compromettere il flusso arterioso al pene, specialmente nei pazienti anziani con flusso ematico penieno ai limiti inferiori della norma.  

 I nervi per la prostata decorrono al  di  fuori  della  capsula  prostatica  e  della  fascia  del Denonvilliers,  fino  al  punto  d’ingresso  nella  prostata,  ove  perforano  la  capsula. I  rami  per  l’uretra  membranosa  e  per  i corpi  cavernosi  decorrono  anch’essi  al  di  fuori  della  capsula prostatica  dorso-lateralmente,  nella  fascia  pelvica  laterale,  tra prostata  e  retto.  I  fasci  neurovascolari  sono  localizzati  nella fascia  pelvica  laterale  tra  la  fascia  prostatica  e  la  fascia dell’elevatore. A  livello dell’uretra  membranosa  decorrono alle ore 3 e 9. Dopo aver perforato il diaframma urogenitale, passano  dietro  l’arteria  ed il  nervo  dorsale  del  pene  prima  di entrare  nei  corpi  cavernosi.  Sebbene  le  dimensioni  di  questi nervi  siano  microscopiche,  la  loro  localizzazione  può  essere individuata  durante  l’intervento  utilizzando  come  reperi  i  vasi capsulari.  Per  questo  motivo  queste  strutture  vengono  indicate con il nome di banderelle neurovascolari (BNV).  

Dotti eiaculatori
I dotti eiaculatori si trovano all’interno della prostata e sono formati dall’unione dei dotti deferenti con le vescichette seminali; essi confluiscono poi nell’uretra prostatica e peniena.

 

Ghiandole di Cowper
Queste ghiandole si trovano sotto la prostata, ai lati dell’uretra, durante la fase di eccitazione sessuale, secernono una piccola quantità di liquido che partecipa a neutralizzare l’ambiente acido uretrale, permettendo agli spermatozoi eiaculati di vivere più a lungo.

 

Uretra
L’uretra costituisce un condotto decorrente inizialmente, come abbiamo detto, all’interno della prostata, che si continua in un tratto intermedio attraversante il pavimento pelvico ed infine un ultimo tratto che attraversa il corpo spugnoso del pene. Nel canale uretrale si trovano molte ghiandole.

References:

  1. Frank H. Netter, Atlante di anatomia umana, terza edizione, Elsevier Masson, 2007. ISBN 978-88-214-2976-7
  2. L. Testut e A. Latarjet, Trattato di Anatomia Umana, UTET, Torino, 1966,Vol VI: 503-556.
  3. Lepor H, Gregerman M, Crosby R, Mostofi FK, Walsh PC. Precise localization  of  the  autonomic  nerves from  the  pelvic  plexus to  the corpora  cavernosa:  a  detailed  anatomical  study  of  the  adult  male pelvis. J Urol. 1985 Feb;133(2):207-12.
  4. .  Breza  J,  Aboseif  SR,  Orvis BR,  Lue  TF,  Tanagho  EA.  Detailed anatomy  of  penile  neurovascular  structures:  surgical  significance.  J Urol. 1989 Feb; 141(2):437-43.
  5. Halata  Z,  Munger  BL.  The  neuroanatomical  basis for  the protopathic sensibility of the human glans penis. Brain Res. 1986 Apr 23;371(2):205-30.
Andrologia, Spermiogramma

Spermiogramma

Hits: 496

Ultimo aggiornamento 2020-01-08  20:39:01

Spermiogramma: è l’analisi macroscopica e microscopica del liquido seminale. L’analisi  macroscopica comprende valutazione del volume, aspetto, pH, fluidificazione e viscosità  mentre la fase microscopica intende studiare concentrazione, motilità e morfologia degli spermatozoi al fine di un corretto inquadramento diagnostico del paziente con problemi di fertilità (1-4). 

Lo spermiogramma presenta un’alta variabilità di risultati a causa di numerosi fattori quali l’assunzione di antibiotici, periodi di febbre alta precedenti l’esame, il trasporto impreciso del seme al laboratorio. per tale motivo, in presenza di un esame anomalo, esso deve essere ripetuto a distanza di tempo.

  •  Raccolta campione – Il campione iniziale deve essere raccolto tramite masturbazione dopo un periodo di astinenza sessuale di un tempo minimo di 2 giorni ad un massimo di 7  giorni. Rispettare il periodo di astinenza sessuale permette di paragonare i dati seminali a valori standard di normalità. Inoltre, un’astinenza troppo prolungata provoca accumulo di spermatozoi con possibile riduzione della motilità e alterazione della morfologia, mentre un’astinenza troppo breve può causare la riduzione del volume dell’eiaculato e del numero degli spermatozoi. Il liquido seminale deve essere raccolto in un barattolo sterile e mantenuto ad una temperatura stabile (non inferiore a 20°C e non superiore a 30°C) fino al momento dell’analisi, che deve essere effettuata entro un’ora dalla raccolta. La raccolta tramite coito interrotto non è una modalità idonea in quanto si può verificare la perdita della prima frazione dell’eiaculato, che di solito contiene la più alta concentrazione di spermatozoi e può comportare una contaminazione del liquido seminale con secrezioni vaginali che possono interferire sulla motilità degli spermatozoi. 
  • La fluidificazione del liquido seminale segue l’iniziale coagulazione; avviene in 15-30 minuti.  Se dopo 60 minuti la fluidificazione non è completa, si parla di fluidificazione ritardata, quadro compatibile con disturbi prostatici. La misurazione viene effettuata facendo percolare il liquido lungo le pareti della provetta osservando la qualità del liquido contro una sorgente luminosa.
  • Viscosità –  La misurazione della viscosità avviene facendo gocciolare il liquido da una pipetta, osservando come le gocce dovrebbero susseguirsi in maniera ritmica una dopo l’altra. Una diminuzione della viscosità può associarsi a scarsa componente cellulare spermatica mentre l’aumento della viscosità visibile con la formazione di filamenti può derivare da uno stato di flogosi delle vie spermatiche.
  • Volume:  v.n. 1.5-6 ml; il liquido seminale è secreto dalle ghiandole seminali (prostata, vescicole seminali e ghiandole bulbo-uretrali di Cooper). Il volume >6 ml è rappresentato come iperposia e si ritrova spesso in condizioni di flogosi delle vie seminali; un volume seminale <1.5 ml è definito come ipoposia e si riscontra in caso di ostruzione o agenesia dei dotti deferenti, occlusione o agenesia delle vescicole seminali, eiaculazione retrograda parziale, ipogonadismo e problemi immunologici.
  • Concentrazione degli spermatozoi: il numero degli spermatozoi è valutato al M.O. utilizzando la camera di Makler (Sefi Medical Instrument, Haifa, Israel). In caso di criptozoospermia però, è necessario ricorrere alla camera di Neubauer che nel quadrato centrale contiene 25 piccoli quadrati ognuno dei quali contiene 20 celle in cui contare gli spermatozoi.   Per l’esame con la camera di Neubauer, in base al numero di spermatozoi che si sono apprezzati con la camera di Makler,  si scelgono le due diluizioni più opportune.  Il valore ottenuto con l’apposita formula (es: Diluizione 1+4 (1:5) C = (N/n) × 0.25; C = concentrazione spz mil/ml, N = numero totale di spermatozoi contati, n = numero di righe contate) viene poi moltiplicato per il volume totale, così da ottenere il numero totale di spermatozoi nell’eiaculato. Il numero medio di spermatozoi totali nel liquido seminale dovrebbe essere 40.000.000-200.000.000 con variazioni fisiologiche del 10-30% fra un esame e l’altro ma negli ultimi decenni si assiste ad una progressiva diminuzione della popolazione spermatozoaria a livello mondiale.  Tale declino è dovuto a condizioni di vita sedentaria, cattiva alimentazione, obesità, diabete, inquinamento ambientale. Nel 2010 la WHO (WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen) realizzò delle linee guida per la valutazione della concentrazione degli spermatozoi nel liquido seminale esprimendo un cut-off di normalità fra 15 e 250 milioni di spz/ml e proponendo quindi la seguente classificazione:
    • spz/ml  <156 : oligospermia lieve
    • spz/ml  <106: oligospermia media
    • spz/ml <5.000.000:  oligospermia severa
    • pochi e rari spermatozoi: criptospermia
    • spz/ml >250×106 polispermia 
  • morfologia –  La morfologia è uno dei parametri che meglio riflette l’integrità e la funzionalità degli spermatozoi. Essa è strettamente correlata al tasso di concepimento spontaneo e al tasso di fertilizzazione in vitro. Lo spermatozoo maturo è costituito da una parte anteriore, ovoidale, chiamato testa, seguita da una porzione chiamata collo,  un tratto intermedio e dal tratto finale o coda. La testa contiene  il nucleo a cui è appoggiato anteriormente l’acrosoma che contiene gli enzimi necessari alla penetrazione dello spz nell’ovocita. La morfologia spermatica viene valutata a fresco, appena effettuata la liquefazione completa del liquido seminale, al M.O. in contrasto di fase con ingrandimento a 200-400X  dopo aver strisciato e colorato con Papanicolau il preparato su vetrino. Si contano le percentuali di anomalie su 200 spz e le anomalie vengono suddivise in anomalie della testa, della coda e del pezzo intermedio. Nel 2010 il WHO (WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen) ha proposto come valori di normalità una percentuale di spermatozoi normali >14%, al di sotto di tali parametri si tratta di teratozoospermia. Tra le alterazioni morfologiche desta particolare attenzione la presenza di spz a testa rotonda (globozoospermia) a causa  dell’assenza della membrana acrosomiale e dell’acrosina, entrambe fondamentali per la penetrazione dello spz. nell’ovocita (5).

  • motilità: è valutata al M.O. ad ingrandimento 20X in diversi campi della camera di Makler. Nell’ultima versione delle linee guida WHO si attribuiscono agli spz tre classi di mobilità: motilità progressiva, motilità non progressiva e spermatozoi immobili. Viene considerato normale un campione seminale con una percentuale >32% di spz dotati di motilità rettilinea o con motilità totale >40% (5,6).
  • pH: in condizioni di normalità il valore seminale del pH è alcalino (range 7.2-7.8). Valori >8 indicano flogosi genitale mentre valori <7 sono presenti in caso di contaminazione del campione o in caso di stenosi dei deferenti o ipotrofia o stenosi delle vescicole seminali.  
  • Leucociti  (v.n.  <1×106/ml) 

 

 

                                         S  P  E  R  M  I  O  G  R  A  M  M  A
    Parametri Valori normali
Volume   1,5 – 4
Colore bianco opalescente
Viscosità  normale
pH                   7,4 – 7,8
Coaguli                   assenti
Liquefazione  completa in 30’
Astinenza    gg   2
Fruttosio         >13 µmol/eiaculato
Acido Citrico                  >10  mg/eiaculato
Fosfatasi acida                                        89 – 800  UI/L
N° Spermatozoi / ml Eiaculato     >15×10/ml
N° Totale Spermatozoi / Eiaculato  >30×106
motilità rettilinea >30%
vitalità >50%
necrozoospermia
>60% di spz immobili
N° Cellule rotonde / ml    
Agglutinazioni  assenti
N° Leucociti / ml                <1 x 106/ml
Emazie  assenti
Detriti cellulari  
Cristalli                                                                                        rari
Morfologia ( % spermatozoi )  
 
Forme tipiche e varianti fisiologiche >70%
Anomalie degli spz  <30×106
Anomalie della testa  
Anomalie della coda  
Anomalie intermedie  
Anomalie miste  
 

Cellule Immature ( % )

Spermatogoni  
 
Spermatociti
Spermatidi
Immunobead test o MAR test  <50% spermatozoi con particelle (bead) adese
criptozoospermia assenza di spz nell’eiaculato ma presenza di spz dopo centrifugazione
azoospermia assenza di spz nell’eiaculato anche dopo centrifugazione
aspermia assenza di eiaculato

***********************************************************************

Citofluorimetria: Per valutare i parametri seminali abbiamo a disposizione le camere di conta e il microscopio; la concentrazione viene valutata utilizzando la camera di Makler o di Neubauer, con le quali noi contiamo solo una piccola parte delle cellule presenti nell’eiaculato ed estrapoliamo pertanto la concentrazione sulla base di una notevole approssimazione; la mobilità, risente fortemente della soggettività dell’operatore che deve discriminare in maniera molto approssimativa i differenti tipi di motilità nemaspermica e la percentuale degli spermatozoi con le diverse tipologie di mobilità; un dato meno soggettivo è rappresentato dalla valutazione della morfologia, ma possiamo contare massimo 100-200 spermatozoi per vetrino, che dal punto di vista statistico sono un numero scarsamente rappresentativo se rapportato alle centinaia di milioni che possono essere presenti nell’eiaculato. Un aiuto in questo senso è venuto verso la fine degli anni ’70 dalla citofluorimetria, inizialmente utilizzata quasi esclusivamente per indagini immuno-onco-ematologiche e successivamente anche per lo studio degli spermatozoi.  La citofluorimetria permette di analizzare campioni cellulari statisticamente accettabili, riducendo in questa maniera il fenomeno della variazione. Il principio su cui si basa la citofluorimetria può essere schematizzato nel seguente modo: una sospensione cellulare viene fatta aspirare dallo strumento, queste cellule si disporranno in un flusso unicellulare che viene intercettato da un raggio laser convogliato da una lente, questo raggio subirà un destino diverso sulla base delle caratteristiche cellulari andando quindi ad essere intercettato da filtri e fotomoltiplicatori che in ultima analisi trasformeranno il segnale elettrico in diagrammi computerizzati.

  La citofluometria a flusso ci permette di valutare i seguenti parametri:
  • concentrazione spermatozoi e cellule rotonde;
  • identificazione degli anticorpi anti-spermatozoo;
  • integrità nemaspermica;
  • vitalità nemaspermica;
  • integrità della membrana;
  • valutazione permeabilità e stabilitàdella membrana;
  • integrità acrosomiale;
  • funzionalità mitocondriale;
CASA (computer-aieded sperm analysis): Analizzatori seminali automatici che consentono di valutare la percentuali di spz mobili e la loro velocità media. E’ noto che molti fattori sono in grado di ridurre l’efficienza degli strumenti CASA, come la preparazione del campione e la concentrazione degli spermatozoi (Davis & Katz, 1992; Mortimer, 1994a, b), per cui è opportuno consultare le linee guida per l’utilizzo di questi apparecchi (Mortimer   et al., 1995; European Society of Human Reproduction and Embriology, 1996). Anche rispettando i controlli di qualità e una cura procedurale rigorosa, fino ad oggi non è stato possibile determinare con il CASA la concentrazione degli spermatozoi, per la difficoltà di distinguere gli spermatozoi dai detriti (European Society of Human Reproduction and Embriology, 1996).  il CASA può essere impiegato nella routine diagnostica del laboratorio per monitorare la concentrazione degli spermatozoi motili progressivi.
MEP-metod (multi exposure photography): analizzatore che utilizza la stroboscopia applicata alla fotografia per valutare oggettivamente la motilità degli spermatozoi (4-6). Il campione di seme, posto in una camera di 10-μm è illuminato con   luce pulsata generata da uno stroboscopio a xenon (pulse intervallo: 160 m/sec., esposizione: 1 sec.) e fotografato attraverso un M.O. a contrasto di fase.
Laser light scattering (laser diffraction): può  analizzare in meno di 1 minuto peso e diametri di un gran numero di microparticelle (da 100 nm a diversi mm) sospese in acqua, emulsioni e sospensioni. 

ALTRI ESAMI SU LIQUIDO SEMINALE

  1. Citologia spermatica su agoaspirato testicolare: permette di studiare l’epitelio germinativo del testicolo e le fasi del processo di gametogenesi.  L’agoaspirazione viene eseguita con un sottile ago, in ambulatorio, previa una anestesia da contatto (spray) con minimo discomfort del paziente. I quadri che emergono sono: normale, sindrome a cellule di Sertoli, blocco maturativo spermatogoniale/spermatocitico, ipospermatogenesi. 
  2. FISH (Sperm Fluorescence In Situ Hybridizations): permette di evidenziare aneuploidie e diploidie spermatiche che sono molto  frequenti nei pazienti con oligoastenospermia grave (12). 
  3. Test di frammentazione del DNA spermatico: Si tratta di un esame che permette di valutare la percentuale degli spermatozoi con DNA integro e con DNA frammentato. Infatti, elevati livelli di frammentazione del DNA spermatico sono associati a condizioni di infertilità maschile e ad una maggiore incidenza di aborti precoci, anche dopo tecniche di fecondazione in vitro (IVF).

Il test è consigliato:

♦ quando i parametri dello spermiogramma sono normali e non si riesce ad ottenere una gravidanza;

♦ in caso di fallimento dei cicli IVF;

♦ in caso di aborti ripetuti;

♦ per le donne oltre i 40 anni, perché gli ovociti hanno una ridotta capacità di riparazione degli errori del DNA spermatico.

Il campione deve essere raccolto dopo un periodo di astinenza sessuale (più precisamente eiaculatoria) di non meno di 3 giorni e non più di 5 giorni.

  • La raccolta del campione deve essere effettuata in laboratorio o presso la propria abitazione; in tal caso il campione dovrà essere consegnato entro 1 ora (max 90 minuti)
  • Il campione dovrà essere ottenuto per masturbazione e raccolto in un contenitore sterile dall’apertura sufficientemente larga
  • Il campione deve essere protetto dalle alte e dalle basse temperature (inferiori a 20° e superiori a 40° C) durante il traferimento in laboratorio

Spermiocultura – 

Esami biochimici su liquido seminale

Tests di vitalità

—————————————————————————————————

Autore: FULVIO CESARONI, seminologo ed embriologo

References:

  1. World Healt Organization (2010) WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. Fifth edit. Cambridge University Press, Cambridge. 
  2. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. Fifth Edition, WHO Press, Geneve 2010.
  3. Manuale di laboratorio della WHO per l’esame del liquido seminale umano  e dell’interazione tra spermatozoi e muco cervicale. Volume 37, N. 1, 2001. ISSN 0021-2571 Coden: AISSAW 37 (N. 1) 1-124 (2001)
  4. Cooper TG, Noonan E, von Eckardstein S, et al. (2010). “World Health Organization reference values for human semen characteristics”. Hum. Reprod. Update16 (3): 231–45.
  5. Trevor G Cooper, CH Yeung: Asian J Androl  1999 Jun; 1: 29-36
  6. Makler A: Use of the Elaborated Multiple Exposure Photography (Mep) Method in Routine Sperm Motility Analysis and for Research Purposes. Fertil Sterl 1980;33,2:160-166
  7. Makler A, David R, Blumenfed Z and Better OS: Factors affecting sperm motility. VII. Sperm viability as affected by change of pH and osmolarity of semen and urine specimens.Fertil Steril. 1981 Oct;36(4):507-11.
  8. Kamidono S et al: Study on Human Spermatozoal Motility: Preliminary Report on Newly Developed Multiple Exposure Photography Method. Andrologia 1983;15,2:111–119
  9. Lozano G.M., Bejarano, I., Espino, J., González, D., Ortiz, A., García, J.F., Rodríguez, A.B., Pariente, J.A. (2009). “Density gradient capacitation is the most suitable method to improve fertilization and to reduce DNA fragmentation positive spermatozoa of infertile men”. Anatolian Journal of Obstetrics & Gynecology 3(1): 1-7.
  10. Gavrieli Y, Sherman Y, Ben-Sasson SA (1992). “Identification of programmed cell death in situ via specific labeling of nuclear DNA fragmentation”. J Cell Biol. 119 (3): 493–501. doi:10.1083/jcb.119.3.493. PMC 2289665Freely accessible. PMID 1400587.
  11. Grasl-Kraupp B, Ruttkay-Nedecky B, Koudelka H, Bukowska K, Bursch W, Schulte-Hermann R (1995). “In situ detection of fragmented DNA (TUNEL assay) fails to discriminate among apoptosis, necrosis, and autolytic cell death: a cautionary note”. Hepatology. 21 (5): 1465–8.
  12. Negoescu A, Lorimier P, Labat-Moleur F, Drouet C, Robert C, Guillermet C, Brambilla C, Brambilla E (1996). “In situ apoptotic cell labeling by the TUNEL method: improvement and evaluation on cell preparations”. J Histochem Cytochem. 44 (9): 959–68. 
  13. Negoescu A, Guillermet C, Lorimier P, Brambilla E, Labat-Moleur F (1998). “Importance of DNA fragmentation in apoptosis with regard to TUNEL specificity”. Biomed Pharmacother. 52 (6): 252–8.
  14. Sharma RKSabanegh EMahfouz RGupta SThiyagarajan AAgarwal ATUNEL as a test for sperm DNA damage in the evaluation of male infertility. Urology. 2010 Dec;76(6):1380-6. doi: 10.1016/j.urology.2010.04.036. 
  15. Sharma R, Ahmad G, Esteves SC, Agarwal A. Terminal deoxynucleotidyl transferase dUTP nick end labeling (TUNEL) assay using bench top flow cytometer for evaluation of sperm DNA fragmentation in fertility laboratories: protocol, reference values, and quality control. J Assist Reprod Genet. 2016 Feb; 33(2):291-300. 
  16. Sergerie M, Laforest G, Bujan L, Bissonnette F, Bleau G.  Sperm DNA fragmentation: threshold value in male fertility. Hum Reprod. 2005 Dec; 20(12):3446-51.
  17. Zhang LH, Qiu Y, Wang KH, Li J, Zhang MX, Liu J, Jia YF, Wu AH, Zhang AD, Wang LG. Zhonghua Yi Xue Za Zhi. [Measurement of sperm DNA integrity by sperm chromatin dispersion test and TdT-mediated dUTP nick end labeling assay]. 2009 Apr 14; 89(14):970-2. 
  18. Sergerie MBleau GTeulé RDaudin MBujan L[Sperm DNA integrity as diagnosis and prognosis element of male fertility]. Gynecol Obstet Fertil. 2005 Mar;33(3):89-101.
  19. Zhang LH, Qiu Y, Wang KH, Wang Q, Tao G, Wang LG. Measurement of sperm DNA fragmentation using bright-field microscopy: comparison between sperm chromatin dispersion test and terminal uridine nick-end labeling assay.  Fertil Steril. 2010 Aug; 94(3):1027-32. 
  20. Structural damage to nuclear DNA in mammalian spermatozoa: its evaluation techniques and relationship with male infertility. Fraser L. Pol J Vet Sci. 2004; 7(4):311-21. 
  21. Giovenco P, Dondero F: “Importanza del dosaggio della glicerilfosforilcolina (GPC) nel liquido seminale umano. Atti delle giornate Endocrinologiche Pisane, 1979.
  22. Wallace I P, Wales R G, White I G: “The respiration of the rabbit epididymis and its synthessis of glycerylphosphorylcoline “. Austral J Biol Sc 1966;19:849-856 
  23. Lin YC, et al: Seminal plasma zinc level and sperm motion characteristics in infertile sample. Ghang Gung Med J 2000;23,5:260-266
  24. Liu R Z et al: Seminal plasma zinc level may be associated with the effect of cigarette smoking on sperm parameters. J Int Med Res 2010;38,3:923-928
  25. Omu A E et al: Indications of the mechanisms involved in improbe sperm parameters by zinc therapy. Med Princ Pract 2008;17:108-116
  26. Rucker R B, Fascetti A J, Keen C L: Trace minerals. In: Kaneko J J, Harvey J W, Bruss M L: Clinical Biochemestry of domestic animals, Elsevier 2008, pagg 686-90 
  27. Vallee  B. L.,  Falchuck  K.H.:  The  biochemical  basis  of  zinc  physiology. Physiological review, 73 (1): 80-118; 1993.
  28. Wong W.Y., Flik G., Groenen P. M. W. et al.: The impact of calcium, magnesium, zinc  and  copper  in  blood  and  seminal  plasma  on  semen  parameters  in  men. Reproductive Toxicology, 15: 131-136; 2001.
  29. Colagar  A.H.,  Marzony  E.T.,  Chaichi  M.J.:  Zinc  levels  in  seminal  plasma  are associated with sperm quality in fertile and infertile men. Nutrition Research, 29: 82-88; 2009.
  30. Koji Nakashima et al: Determination of seminal fructose using d-fructose dehydrogenase. Clinica Chimica Acta 1985;151;3:307-310
  31. Lipshultz LI, Howards SS: Infertility in the Male. Second edition. Edited by DK Marshall. St. Louis, MO, Mosby-Year Book, Inc., 1991, pp 133-135, 194, 209
  32. Andrade-Rocha FT Seminal fructose levels in male infertility: relationship with sperm characteristics.Int Urol Nephrol. 1999;31(1):107-11.
  33. Gonzales GF, Villena A. Influence of low corrected seminal fructose levels on sperm chromatin stability in semen from men attending an infertility service. Fertil Steril. 1997 Apr; 67(4):763-8. 
  34. Gonzales GF. Function of seminal vesicles and their role on male fertility.  Asian J Androl. 2001 Dec; 3(4):251-8. 
  35. Buckett W M, Lewis-Jones D I: FRUCTOSE CONCENTRATIONS IN SEMINAL PLASMA FROM MEN WITH NONOBSTRUCTIVE AZOOSPERMIA. Arch Androl J Reprod System 2002;48,2:23-27
  36. Schirren C. Textbook of practical Andrology. Schireng A, G.Hamburg Germany. 1983. Pp.17–31.
  37. Rajalakhshmi  M,  Sherma  R  S,  David  GFX, Kapur  MM.Seminal  fructose  in  normal  and  infertile  men.  Contraception 1989;39:299–306.
  38. Videla  E,  Blanco  AM, Galli  ME, Fernández-Collazo  E. Human  seminal  biochemistry:  fructose,  ascorbic  acid, citric acid,  acid  phosphatase  and  their  relationship  with  sperm count. Andrologia 1981;13(3):212–4.
  39. Gonzales GF, Villena  A. Influence  of  low  corrected  seminal fructose  levels  on  sperm  chromatin  stability  in  semen  from men  attending         an  infertility         service.  Fertil.  Steril 1997;67:763–8.
  40. Saeed  S,  Khan  FA,  Rehman  SB,  Khan  DA,  Ahmad  M. Biochemical  parameters  in  evaluation  of  oligospermia.  J  Pak Med Assoc 1994;44:137–40.
  41.  Aslam  M.,  Khan  FA, Saeed  S,  Ahmed A. The  concentration  of semen  fructose, zinc  and  plasma reproductive  hormones  in  subfertile men. Pak J Med Res 1996;35(4):157–60.
  42. Zopfgen  A, Priem  F, Sudhoff  F, Jung  K, Lenk  S,  Loening SA,   et  al.  Relationship  between  semen  quality  and  the seminal  plasma  components  carnitine,  alpha-glucosidase, fructose, citrate  and  granulocyte  elastase  in  infertile  men compared  with  a  normal  population.  Hum  Reprod 2000;15(4):840–5.
  43. Dieudonne  O, Godin  PA,  Van-Langendonckt  A, Jamart  J, Galanti  L.  Biochemical  analysis  of  the  sperm and  infertility. Clin Chem Lab Med 2001;39:455–7.
  44. Andrade-Rocha  FT.    Seminal  fructose  levels  in  male infertility:  relationship  with  sperm  characteristics. Int  Urol Nephrol 1999;31(1):107–11.
  45. Biswas  S,  Ferguson  KM,  Stedronska  J.  Fructose  and  hormone levels  in  semen,  their  correlations  with  sperm  counts  and motility. Fertil Steril 1987;30:200–4.
  46. Gonzales GF. Function of  seminal  vesicles  and  their  role  on male fertility. Asian J Androl 2001;3(4):251–8.
  47. De Rosa M, Boggia B, Amalfi B, Zarrilli S, Vita A, Colao A, Correlation between seminal carnitine and functional spermatozoal characteristics in men with semen dysfunction of various origins.  Lombardi G.Drugs R D. 2005; 6(1):1-9.
  48. Role of free L-carnitine and acetyl-L-carnitine in post-gonadal maturation of mammalian spermatozoa.

    Jeulin C, Lewin LM.Hum Reprod Update. 1996 Mar-Apr; 2(2):87-102.
  49. Stradaioli GSylla LZelli RChiodi PMonaci M.   Effect of L-carnitine administration on the seminal characteristics of oligoasthenospermic stallions. Theriogenology. 2004 Aug;62(3-4):761-77.
  50. Stradaioli G, Sylla L, Zelli R, Verini Supplizi A, Chiodi P, Arduini A, Monaci M. Seminal carnitine and acetylcarnitine content and carnitine acetyltransferase activity in young Maremmano stallions. Anim Reprod Sci. 2000 Dec 29; 64(3-4):233-45. 
  51. Changes in carnitine and acetylcarnitine in human semen during cryopreservation. Grizard G, Lombard-Vignon N, Boucher D.Hum Reprod. 1992 Oct; 7(9):1245-8.
  52. L-carnitine Supplemented Extender Improves Cryopreserved-thawed Cat Epididymal Sperm Motility.
    Manee-In S, Parmornsupornvichit S, Kraiprayoon S, Tharasanit T, Chanapiwat P, Kaeoket K.Asian-Australas J Anim Sci. 2014 Jun; 27(6):791-6.
  53. Effect of L-carnitine administration on the seminal characteristics of oligoasthenospermic stallions. Theriogenology. 2004 Aug;62(3-4):761-77.
  54. Zhang XD [The role of seminal vesicles in male reproduction and sexual function]. Zhonghua Nan Ke Xue. 2007 Dec;13(12):1113-6.
  55. Gonzales GF. Function of seminal vesicles and their role on male fertility. Asian J Androl. 2001 Dec; 3(4):251-8.
Andrologia

Sperm mucus penetration test

Hits: 725

TEST DI PENETRAZIONE DEGLI SPERMATOZOI : Sperm Penetration Tests

TESTO DI : FULVIO CESARONI seminologo /embriologo

Il test di penetrazione degli spermatozoi in vitro, permette di valutare se gli spermatozoi di un paziente sono capaci di penetrare il muco cervicale e raggiungere le salpingi: dove nel terzo medio incontrano l’ovocita maturo in fase M2 e fecondarlo.

  • il Test di penetrazione  nel muco cervicale   saggia la capacità degli spermatozoi a penetrare e conservare la propria motilità
  • Se si nota, in vitro, un movimento shaking degli spermatozoi si ipotizza la presenza di auto-anticorpi (ASA) diretti verso gli spermatozoi . Il test deve essere completato dal MAR test e dall’IBT.
  • quando il PCT post coital test ha dimostrato che gli spermatozoi si fermano a contatto col muco cervicale o mostrano fenomeni di shaking.

 

Sperm mucus penetration test TEST DI PENETRAZIONE DEGLI SPERMATOZOI NEL MUCO CERVICALE

la donna deve essere in periodo ovulatorio

controllo dell’LH

FERN test (felcizzazione del muco cervicale = dimostra una maturità del muco in periodo ovulatorio, rendendo il muco penetrabile agli spermatozoi e rendendo possibile la loro capacitazione in vivo)

Muco cervicale: raccolta del muco cervicale in periodo periovulatorio (FERN test positivo) tramite una cannula sottile (aspiglaire).

Uomo : raccolta del liquido seminale dopo il prelievo del muco cervicale

è necessario un campione seminale dopo  2-5 gg  di astinenza

In laboratorio:

TEST DIRETTO:  al muco cervicale strisciato sottilmente su un vetrino si aggiunge qualche microlitro di liquido seminale ben omogeneizzato.  Dopo circa 90 minuti si osserva se il muco cervicale è riuscito a penetrare il muco cervicale e a quale distanza.Inoltre si osserva se ci sono fenomeni di shaking.

TEST CROCIATO: può essere fatto anche un test crociato usando muco cervicale di donatrice e spermatozoi del paziente, oppure muco cervicale della partner e liquido seminale da donatore. Tale test permette di vedere se fenomeni di shaking sono dovuti ad autoanticorpi del paziente o della partner.

Sperm mucus penetration test

si possono avere i seguenti risultati

TEST DIRETTO : Normalmente gli spermatozoi penetrano il muco cervicale e si muovono in esso con motilità progressiva.

TEST DIRETTO ANORMALE : Gli spermatozoi non riescono a penetrare il muco cervicale o se lo penetrano si arrestano o si muovono con movimento sheking, o talvolta formano agglutinati specialmente testa-testa. Ciò dimostra la presenza di anticorpi antispermatozoo, che possono essere presenti sia nel muco cervicale o sugli spermatozoi. Una indagine accurata sul liquido seminale può dimostrare la presenza di anticorpi antispermatozoo. (MAR TEST, IBT TEST)

RISULTATI

TEST CROCIATO:

-gli spermatozoi di donatore penetrano nel muco cervicale ma non quelli del partner maschile (test anomalo spermatozoi del partner maschile = paziente)

-gli spermatozoi del partner non penetrano nel muco cervicale della donatrice. (test anomalo spermatozoi del paziente)

-gli spermatozoi del partner e del donatore non riescono a penetrare nl muco cervicale della partner.(test anomalo per il muco della paziente)

 

 

Andrologia

NUOVI VALORI SIGNIFICATIVI DELLO SPERMIOGRAMMA

Hits: 488

l’OMS nel 2010 ha indicato nuovi valori di riferimento per la valutazione dell’esame del liquido seminale.
Tali valori differiscono da quelli indicati nel 1999.
Infatti se facciamo un raffronto tra i dati si notano delle differenze sostanziali:
PARAMETRI  1999 OMS                             PARAMETRI 2010 OMS
volume dell’eiaculato :                         >= 2 ml                                                           >= 1,5 ml
numero spermatozoi/ml :                   >= 20 milioni/ml                                          >= 15 milioni/ml
n.totale spermatozoi/eiaculato:        >= 40 milioni                                                 >= 39 milioni
motilità totale (a+b+c)                         >= 50%                                                            >= 40%
motilità progressiva (a+b)                   >= 25%                                                            >= 32%
morfologia (forme normali)                 >= 30%                                                            >= 4%
vitalità                                                       >= 50%                                                            >= 58%
il numero di spermatozoi /ml è stato abbassato a 15 milioni/ml e la percentuale delle forme mobili è stata considerata al valore di 32%.
Ma il dato che l’OMS ha modificato maggiormente è quello sulla percentuale di forme normali : 4% invece del 30%. Il valore del 4% di forme normali dovrebbe corrispondere alla percentuale d forme che non presentano difetti valutando lo spermatozoo con criteri più stretti di normalità, facendo cadere questo valore al 5 percentile della scala di valutazione.
Noi pensiamo che esiste già un dato che viene adottato e valutato in questo Centro ed è quello secondo Kruger che indica il 14 % il minimo di forme normali, selezionando gli spermatozoi secondo stretti criteri di valutazione.
Naturalmente l’intero esame deve essere valutato considerando che le dispermie sono spesso associate e non isolate. Un dato importante, tuttavia deve essere sempre considerato : il Total motility count cioè il titale di spermatozoi mobili progressivi e su questo parametro si può valutare anche la totalità di spermatozoi dotati di vitalità o la totalità di spermatozoi dotati di normale morfologia.
Siamo disponibili per chiarimenti e confronti per coloro che vorranno contattarci.
Dr Fulvio Cesaroni
Embriologo